<?xml version="1.0" encoding="UTF-8" ?> <feed xmlns="http://www.w3.org/2005/Atom"> <link href="https://www.garnelenhaus.de/wiki/wasserpflege/?sAtom=1" rel="self" type="application/atom+xml" /> <author> <name>GARNELENHAUS</name> </author> <title>Wiki / Atom Feed</title> <id>https://www.garnelenhaus.de/wiki/wasserpflege/?sRss=1</id> <updated>2026-04-17T09:26:38+02:00</updated> <entry> <title type="text">Studie: Erfolgreiche Zierfischzucht durch Huminstoffe (Cichliden)</title> <id>https://www.garnelenhaus.de/wiki/studie-erfolgreiche-zierfischzucht-durch</id> <link href="https://www.garnelenhaus.de/wiki/studie-erfolgreiche-zierfischzucht-durch"/> <summary type="html"> <![CDATA[
                
                                            Diese neue wissenschaftliche Studie belegt die verbesserte Entwicklung von Fischeiern und Fischlarven bei Zierfischen (hier: bei Afrikanischen Cichliden) im Aquarium unter Verwendung von Huminstoffen in unterschiedlichen Konzentrationen.
                                        ]]> </summary> <content type="html"> <![CDATA[
                 Diese neue wissenschaftliche Studie belegt die verbesserte Entwicklung von Fischeiern und&amp;nbsp;Fischlarven bei Zierfischen (hier: bei Afrikanischen Cichliden) unter Verwendung von Huminstoffen. 
  Noch viel mehr zum Thema Huminstoffe im Aquarium findest Du in unserem Wiki-Hauptartikel :   &amp;nbsp; Huminstoffe im Aquarium, Wasseraufbereiter Nr.1  
 
  Original-Artikel :  Life 13(5):1071  • April 2023  Bearbeitung : Deutsche Überrsetzung  Lizenz :&amp;nbsp; CC BY 4.0  
 Die Auswirkungen von Huminsäuren auf die frühen Entwicklungsstadien Afrikanischer Cichliden in der Nachzucht 
 Silvia Ondrašovičová 1 , František Zigo 2 , Július Gogolá 3 , Zuzana Lacková 2 , Zuzana Farkašová 2 , Juliana Arvaiová 2 , Viera Almášiová 4 &amp;nbsp;und Ibrahim F. Rehan 5,6  
  1 &amp;nbsp;Abteilung für Biologie und Physiologie der Veterinärmedizinischen und Pharmazeutischen Universität, Komenského 73, 041 81 Košice, Slowakei  2 &amp;nbsp;Abteilung für Ernährung und Tierzucht der Veterinärmedizinischen und Pharmazeutischen Universität, Komenského 73, 041 81 Košice, Slowakei  3 &amp;nbsp;Private tierärztliche Klinik, Zvolenská Slatina SNP 367/25, 962 01 Zvolen, Slowakei  4 &amp;nbsp;Abteilung für morphologische Disziplinen der Veterinärmedizinischen und Pharmazeutischen Universität Košice, Komenského 73, 041 81 Košice, Slowakei  5 &amp;nbsp;Abteilung für Tierhaltung und Entwicklung der Tiergesundheit, Fakultät der Veterinärmedizin der Minufiya-Universität, Shebin Alkom 32511, Ägypten  6 &amp;nbsp;Abteilung für Pathobiochemie, Fakultät der Pharmazie der Meijo-Universität, Yagotoyama 150, Tempaku-ku, Nagoya-shi 468-8503, Japan 
  Kurzbeschreibung : Das Ziel dieser Studie war ein Vergleich des Effekts von durch einen Auszug aus Alginat gewonnener Huminsäure (HS) auf die Bebrütung von Fischrogen und die Larvalentwicklung afrikanischer Cichliden (Labidochromis caeruleus) sowie ihr Einfluss auf die Stabilisierung der physikalisch-chemischen Parameter des Wassers in einem Aquarium während der künstlichen Aufzucht. Der Rogen wurde unmittelbar nach der Befruchtung aus der Maulhöhle der Weibchens abgesaugt. Für den Versuch wurden 4 Gruppen aus jeweils 40 Fischeiern in jeweils einen Bruttank in einer Brutanlage gegeben. Die Gruppen 1 bis 3 wurden Konzentrationen von 1%, 5% und 10% HS ausgesetzt. Die Kontrollgruppe C hatte keinen Kontakt mit HS. In allen Gruppen wurde folgendes 30 Tage lang erfasst, bis die Fischlarven ihren Dottersack vollständig resorbiert hatten: Sterblichkeit und Größenunterschiede bei den Larven, Temperatur, der pH-Wert, Wasserhärte sowie der Nitrit- und der Nitratgehalt im Aquarienwasser. Die Ergebnisse dieser Studie legen nahe, dass HS in Konzentrationen von 5% und 10% den Nitrit- und Nitratgehalt im Wasser senken können, was einen deutlich positiven Einfluss auf die Sterblichkeit von Rogen und Fischlarven hatte. Die Bestimmung der morphologischen Größe der Larven ergab am Ende der Untersuchung im Vergleich zur Kontrollgruppe eine größere Körperlänge bei den Gruppen, die HS-Konzentrationen von 5% und 10% ausgesetzt waren. Zudem konnten wir feststellen, dass die Resorption des Dottersacks in diesen Gruppe zwei Tage früher erfolgte als in der Kontrollgruppe. Die Ergebnisse zeigen daher, dass HSn sich zum Einsatz in der künstlichen Aquarienaufzucht von Laich und Fischlarven eignen, die zunehmend widrigen Umweltfaktoren unterliegt. Das Wissen, das wir mit dieser Studie erlangten, und der Wissenstransfer in die aquaristische Praxis erlaubt selbst weniger erfahrenen Aquarianern, Fische erfolgreich in ihren Becken zu züchten, die ohne Zugabe von HS normalerweise in künstlichen Bedingungen als nicht züchtbar gelten. 
  Schlüsselwörter : Aquarium; afrikanische Cichliden; künstliche Aufzucht; Fischlarven; Wachstum; Huminsäuren 
 1. Einführung 
 Die Aquaristik ist im Moment eines der beliebtesten Hobbys. Die Zahl der Aquarianer steigt, ebenso wie das Wissen um die Fischzucht und die Kultivierung von Aquarienpflanzen. Was vor einigen Jahren selbst für erfahrene Aquarianer als schwierig galt, kann heute ein Einsteiger viel schneller und mit besseren Erfolgen erzielen. Bei manchen Themen gibt es jedoch immer noch Probleme; so fehlen Informationen, was bei bestimmten Krankheiten zu tun wäre, oder bei der Befruchtung und Aufzucht des Laichs und der Fischlarven verschiedener Aquarienfische. Das Hauptproblem besteht in der Anwesenheit von Schadstoffen im Aquarienwasser, die akute Vergiftungen hervorrufen können. Ein weiterer häufiger Faktor für einen Misserfolg ist die Verpilzung von Laich oder Fischlarven, was an physikalischen und chemischen Veränderungen des Wassers liegt, die die Vermehrung von schädlichen Keimen fördern [1,2]. 
 Eine Möglichkeit, diesen unerwünschten Veränderungen und den dadurch verursachten Verlusten bei der Fischzucht vorzubeugen, ist eine Wasserbehandlung mit verschiedenen Tonmineralien wie Smektit, Bentonit, Leonardit und Alginit. Viele dieser Mineralien können die Mikroumgebung entgiften, und manche davon sind reich an Humaten, die für die aquatische Fauna und Flora eine wichtige Rolle spielen [3,4]. Hauptsächlich das Tonmineral Alginit scheint vielversprechend für eine flächige Verwendung, weil es besonders viele Huminstoffe enthält. Das Nichteisenerz Alginite ist ein Rohstoff, der bei der Versteinerung von Ansammlungen organischen (Algen) und anorganischen Materials (insbesondere Ton - Montmorillonit, Illit, Smektit -, Karbonaten - Dolomit, Kalzit, Aragonit -, Quarz und amorphen Ausfällungen von Kieselsäure in wässrigen Umgebungen) entsteht. Das organogene Sediment wird mit Ölschiefer in Zusammenhang gebracht und entsteht durch die Aktivität einer Gruppe primitiver gelbgrüner Algen (Botryococcus braunii). Die Huminstoffe in Alginit bestehen aus einer Mischung aus verschiedenen wasserunlöslichen Komponenten: Huminsäuren, die sich in alkalischen Flüssigkeiten lösen; Fulvosäuren, die sich in sauren Flüssigkeiten lösen; Hymatomelansäuren, die sich in Alkohol und in Acetylbromid lösen. Die Fulvosäuren (braune Huminsäuren) und Huminsäuren (schwarze Huminsäuren) unterscheiden sich durch ihre Molekularstrukturen und ihre Bindung an den Boden [5]. 
 Die Verwendung von Huminsäuren (HS) im Aquarium steckt noch in den Kinderschuhen, auch wenn erfahrene Aquarianer sie verwenden. Häufig ist den Verwendern nicht bekannt, wie sie die physikalischen und chemischen Eigenschaften des Wassers verändern und die Gesundheit und das Immunsystem der Fische beeinflussen. Daher wurden vor einigen Jahren Forschungsprojekte gestartet, mit denen mehr über positive oder negative Effekte von Huminstoffen und ihre Verwendung im Aquarium zur Vorbeugung von Schadwirkungen und Krankheitsprävention und -behandlung herausgefunden werden sollte [6-8]. Die Ergebnisse der relevanten Untersuchungen deuten auf eine ganze Palette nützlicher Eigenschaften der Huminstoffe hin, wie beispielsweise eine Intensivierung der unspezifischen Immunantwort, eine höhere Fertilität, und sogar das Überleben von Fischen in Bedingungen, in denen sie ohne die Zugabe von Huminstoffen eigentlich sterben würden. Die bisher verfügbare Forschung beschäftigte sich jedoch nur mit ausgewachsenen Fischen, nicht mit Laich oder Fischlarven [9-12]. Für fortgeschrittene Aquarianer, die Fische nicht nur zum Spaß züchten, sondern sich der Vermehrung verschiedener Arten widmen, die unterschiedliche Bedürfnisse haben, sind sie daher nur von eingeschränkter Bedeutung. Für eine effiziente Zucht und Vermehrung wurden verschiedene künstliche Methoden entwickelt, die teils sehr komplexe Mechanismen und verschiedene Faktoren beinhalten, die Einfluss auf das Biotop im Aquarium haben [13] und für die verschiedene natürliche Substanzen einschließlich HS zum Einsatz kommen [6]. 
 Das Ziel der Studie ist, den Effekt von HS in verschiedenen Konzentrationen auf die Mortalitätsrate und quantitative Wachstumsparameter (Körperlänge, Resorption des Dottersacks) während der Inkubation des Laichs und der Entwicklung der Fischlarven zu vergleichen. Hierfür wurde eine ausgewählte Zierfischart aus der Familie der Buntbarsche (Labidochromis caerelus) verwendet. Auch sollten die Auswirkungen der Huminstoffe auf die Stabilisierung physikochemischer Eigenschaften des Wassers (Temperatur, pH-Wert, Härte, Nitrit und Nitrat) gemessen werden, die überlebensnotwendig für die Fische und für eine erfolgreiche künstliche Aufzucht sind. 
 2. Materialien und Methode 
 2.1. Die Cichliden, Umweltbedingungen und Vermehrung 
 Die verwendeten Buntbarsche gehören zu den am wenigsten anspruchsvollen Arten. Ausgewachsen sind sie 8-13 cm groß. Labidochormis caeruleus gehört zu den Maulbrütern mit intensiver Brutpflege. In der Natur laicht das Weibchen auf einem flachen Stein ab und nimmt die Eier sofort mit dem Maul auf. Die Männchen dieser Cichlidengattung haben Laichflecken auf ihrer Afterflosse. Wenn das Weibchen den Laich aufnimmt, zittert das Männchen mit seiner Afterflosse und zeigt seine auffälligen Laichflecken. Das Weibchen pickt instinktiv danach, und in diesem Moment entlässt das Männchen sein Sperma direkt ins Maul seiner Partnerin. So wird der aufgenommene Laich effektiv befruchtet. Das Weibchen behält den Laich in seiner Maulhöhle in einer speziellen Laichtasche, der Wangentasche. Hier bleiben die Eier, bis die Larven schlüpfen. Das ist in der Regel nach 21 bis 36 Tagen der Fall. Während der ganzen Zeit frisst das Weibchen nicht. Auch nach dem Schlupf kümmert sich das Weibchen noch um seinen Nachwuchs und nimmt die Kleinen beispielsweise bei drohender Gefahr wieder in seine Maulhöhle [14]. 
 2.2. Aufbau des Versuchs und künstliche Aufzucht 
 Das Experiment wurde von der Ethikkommission der Universität für Veterinärsmedizin und Pharmazie von Košice genehmigt (Protokollcode EKV/2022-11). Acht zweijährige adulte Weibchen und vier Männchen der afrikanischen Cichlidenart Labidochormis caeruleus in der Größe von 11 bis 13 cm kamen in der Studie zum Einsatz. Die Fische wurden in 240-Liter-Aquarien gehalten. Je vier Weibchen und zwei Männchen lebten in einem Becken. Die Wassertemperatur betrug 24 °C, mit einer Gesamthärte von &amp;gt; 15 °dGH und einem pH-Wert von 8,0, Sie wurden zweimal täglich mit dem Hauptfutter Sera flora (Heinsberg, Deutschland) gefüttert, und jeden vierten Tag wurde ein 25%-iger Wasserwechsel in beiden Aquarien durchgeführt (Bild 1). 
   
  Bild 1 : Aquarium mit den Zuchttieren von Labidochormis caeruleus, und die Wangentasche eines Weibchens, in der der Laich aufbewahrt wird. 
 Um neue Methoden der Laichbefruchtung und Larvenaufzucht einzuführen, wurden die Weibchen mit Laich in der Wangentasche aus dem Aquarium herausgefangen, und der Laich wurde mit einer speziellen Entnahmemethode möglichst frühzeitig aus ihrem Maul entnommen. Dabei wurde die Wangentasche mehrfach mit Hilfe einer wassergefüllten Spritze über einer Schüssel mit Aquarienwasser ausgespült. Nach der letzten Spülung befand sich kein Laich mehr in der Wangentasche. 
 Danach wurde der Laich mittels eines Filterschlauchs in ein Brutgerät mit künstlicher Aufzuchtkammer überführt; eine Pumpe sorgt für eine beständige leichte Wasserströmung und hält die Laichkörnchen in Bewegung. 
 Das Brutgerät dient als Ersatz für die mütterliche Wangentasche. So konnten wir sicherstellen, dass der Laich nicht versehentlich ausgespuckt oder abgeschluckt wurde, wenn der Mutterfisch Stress hatte. Die ausgewaschenen Laichkörner wurden wahllos zum Ausbrüten und zur Larvenaufzucht in 4 Gruppen à 40 Eier aufgeteilt. Jede Gruppe wurde in zwei identische Untergruppen aufgeteilt, mit jeweils 20 Eiern. Danach wurde der Laich jeweils mit 1%-iger, 5%-iger und 10%-iger Lösung von Huminsäuren versetzt. Das Wasser der Kontrollgruppe wurde nicht mit Huminsäuren versetzt. 
 Nach 5-7 Tagen schlüpften aus dem Laich die Fischlarven. Sie wurden aus dem Brutapparat in Aquarien mit jeweils 10 Litern Wasser und den entsprechenden HS-Konzentrationen überführt. Die Becken waren mit einem Sprudelstein ausgerüstet und wurden extern auf die Zieltemperatur von 26 °C aufgeheizt. Dazu stand hinter dem jeweiligen Aquarium mit den Larven ein Wasserbehälter, der 2 °C wärmer war. Nach 30 Tagen wurden die Larven aller Gruppen schonend durch gesättigtes Salzwasser getötet und mit Formalin fixiert, wie bei Wang et al. [15] beschrieben, damit in der Folge ihre physiologischen Parameter gemessen werden konnten (siehe Bild 2). 
   
  Bild 2 : Schema der Versuchsaufstellung 
 2.3. Zubereitung des Alginit-Konzentrates mit HS 
 Vorgetrocknetes gemahlemes Alginit (Algivo, s.r.o.,&amp;nbsp;Lučenec, Slowakei) der Körnung 1-1,3 mm, mit Gammastrahlung bestrahlt (Bioster, Veverská Bitýška, Tschechien) wurde als fossiler Zusatzstoff für die Zubereitung des Konzentrats verwendet. Gemäß der Methode von Barančikova und Litavec [16] wurde die alkalische Lösung (pH = 13) Na4P2O7 verwendet, um die Huminstoffe aus dem Alginit zu extrahieren. Mit Calcium- und Sesquioxid-Humaten bildet die Verbindung hydrolysierte Ca- und Fe-Diphosphate, wasserunlöslich, aber in einem Überschuss Diphosphat löslich, bei gleichzeitiger Bildung komplexer Salze. Danach wurde die Bestimmung des Anteils von 72% Huminsäuren im zubereiteten Sickerwasser vom Forschungsinstitut für Bodenwissenschaften und Naturschutz (Prešov, Slowakei) gemäß der Barančiková-Methode vorgenommen [17]. 
 2.4. Laboranalyse 
 Die Körperlänge der in Formalin fixierten Cichlidenlarven aller vier Gruppen (jeweils 12 pro Gruppe) wurden von der Abteilung für Morphologische Disziplinen der Universität für Veterinärsmedizin und Pharmazie in Košice in histologischen Schnitten vermessen. Die Körperlänge von den Kiemen bis zum Schwanzansatz wurde auf einem Mikrotom (Laika histoslide 2000) mit dem Bildprogramm J 1,45j gemessen. Inwieweit die im Versuch verwendeten Larven ihren Dottersack aufgezehrt hatten, wurde während der letzten 8 Tage des Experiments durch Sichtkontrolle erhoben, jeweils an Tag 22, 24, 26, 28 und 30, Der Dottersack wurde als aufgezehrt angenommen, wenn seine Kontur mit der Bauchlinie der Larven übereinstimmte und die Fische selbstständig aktiv zu fressen begannen. 
 Die physikalischen und chemischen Wasserparameter wurden während des 30 Tage währenden Versuchs alle fünf Tage überprüft. Die Wassertemperatur wurde mit einem Quecksilber-Thermometer (Sera, Heinsberg, DE) überwacht. Der pH-Wert, die Gesamthärte (°dGH), Nitrit und Nitrat wurde mit Sera Stäbchentests (Heinsberg, DE) nach der Methode von Riffel et al. bestimmt [3]. 
 2.5. Statistische Analyse 
 Die gemessenen Körperlängen, die Aufzehrung des Dottersacks und die physikochemischen Wasserparameter wurden gemäß der ANOVA-Varianzanalyse evaluiert, mit Signifikanzniveau ⍺ = 0,05. Die Kontrollgruppe wurde mit den Gruppen verglichen, die in verschiedenen HS-Konzentrationen gehalten wurden. 
 3. Ergebnisse und Diskussion 
 Die Ergebnisse der Studie zeigen einen positiven Effekt durch die Zugabe von HS bei allen drei Gruppen. Die Schlupfrate der Laichkörnchen stieg, und die Larven entwickelten sich während der 30-tägigen Überwachungszeit im Aufzuchtbehälter. Zu Beginn der Studie (an Tag 1) wurden pro Gruppe 40 Laichkörner angesetzt. An Tag 5 (nach dem Schlupf) wurde in der Kontrollgruppe die höchste Mortalität festgestellt (30%). An diesem Tag erreichte die Mortalität in der Gruppe mit 1% HS 17,5%, während in den Gruppen mit 5% und 10% HS die festgestellte Mortalität bei 5% lag. Am Ende der Beobachtungszeit (30 Tage), wurde die höchste Mortalität (40%) wiederum in der Kontrollgruppe gefunden. In der Gruppe mit 1% HS lag die erfasste Mortalität bei 20,0%; in den Gruppen mit 5% und 10% HS lag die Mortalität bei 7,5% respektive bei 10,0%. Gemäß der ANOVA-Varianzanalyse mit Signifikanzlevel = 0,05 zeigt sich, dass die Konzentrationen von 5% und 10% von Huminsäuren einen statistisch relevanten Effekt auf die Überlebensrate der Cichliden während der Beobachtungszeit hatten (Tabelle 1). 
 Das Ergebnis unserer Studie deutet auf einen vergleichbaren Effekt zu Meinelt et al. [18] hin, die Huminstoffe (HS) hinsichtlich der Giftigkeit von Acriflavin für Embryos und Larven des Zebrabärblings Danio rerio untersuchten. Die Autoren modellierten die Umgebung für die Larven unter Zugabe von Acriflavin. In den Kontrollgruppen ohne Zugabe von HS, wurde eine im Vergleich zu den Gruppen mit Zugabe verschiedener Konzentrationen von HS höhere Mortalität festgestellt. 
 Ein statistisch relevanter Effekt auf die Reduzierung der Mortalität wurde auch von Abdel-Wahab et al. [19] festgestellt, die dem Futter für Karpfen (Cyprinus carpio) für 45 Tage 0,4%, 0,8% und 1% Huminsäuren zugaben. Am Ende der Beobachtungszeit setzten die Autoren alle Fische 5 Tage lang einer Dosis von 1,75 mg/l Stickstoffmonoxid aus. In den Gruppen mit 0,8% und 1% Huminsäuren im Futter lag die festgestellte Mortalität 50% to 70% unter der in der Kontrollgruppe, die nicht mit Huminsäuren gefüttert worden war. 
  Tabelle 1 : Mortalität von Laich und Larven in den Versuchsgruppen während der Beobachtungszeit von 30 Tagen. 
 
 
 
  Tag/Gruppe  
  1% HS  
  5% HS  
  10% HS  
  Kontrolle  
 
 
  lebend/tot (n)  
  lebend/tot (n)  
  lebend/tot (n)  
  lebend/tot (n)  
 
 
 Laich am 1. Tag 
 40/0 
 40/0 
 40/0 
 40/0 
 
 
 Laich am 5. Tag 
 33/7 
 38/2 
 38/2 
 28/12 
 
 
 Larven am 10. Tag 
 33/7 
 38/2 
 38/2 
 26/14 
 
 
 Larven am 20. Tag 
 33/7 
 38/2 
 36/4 
 26/14 
 
 
 Larven am 30. Tag 
 32/8 
 37/3 
 36/4 
 24/16 
 
 
 p-Wert 
 0,13 
 0,012 * 
 0,017 * 
 - 
 
 
  Anmerkung : 1%, 5%, 10% HS bezeichnet die Gruppen, die verschiedenen Konzentrationen von HS (Huminsäure) ausgesetzt waren, die aus Alginat extrahiert wurden; n bezeichnet die Zahl der Laichkörner oder Larven in jeder Testgruppe. Der p-Wert * basiert auf der ANOVA-Varianzanalyse mit Signifikanzniveau ⍺ = 0,05. Die Kontrollgruppe wurde mit den Gruppen verglichen, die verschiedenen Konzentrationen von HS ausgesetzt waren. 
 
 
 
 &amp;nbsp; 
 Ein weiteres Anzeichen für den positiven Effekt einer HS-Zugabe war die durchschnittliche Körperlänge der Larven. Die Ergebnisse zeigen am Ende der 30-tägigen Beobachtungszeit größere Larvallängen in den Gruppen, die einer Konzentration von 5% und 10% Huminsäuren ausgesetzt waren (Bild 3). Die größere Körperlänge der Larven in den betreffenden Gruppen waren vermutlich stärkerem Wachstum geschuldet. Der Dottersack wurde in allen Gruppen, die Konzentrationen von 1%, 5% und 10% HS ausgesetzt waren, schneller resorbiert als in der Kontrollgruppe (Tabelle 2). Die statistische Analyse ergab im Vergleich zur Kontrollgruppe eine größere Anzahl von Larven mit aufgezehrten Dottersäcken nach 26 und 28 Tagen in allen Gruppen, die HS ausgesetzt waren. 
   
  Bild 3 : Vergleich der Körperlänge der Larven am Ende der 30-tägigen Beobachtungszeit.&amp;nbsp;Anmerkung: a, b - Werte oberhalb der Säule mit verschiedenen Buchstaben zeigten eine relevante Abweichung bei p &amp;lt; 0,05. 
  Tabelle 2 : Vergleich der Aufzehrung des Dottersacks während der künstlichen Aufzucht. 
 
 
 
  Tag/Gruppe  
  1% HS  
  5% HS  
  10% HS  
  Kontrolle  
 
 
  n/%  
  n/%  
  n/%  
  n/%  
 
 
 Larven am 22. Tag 
 0/0 
 0/0 
 0/0 
 0/0 
 
 
 Larven am 24. Tag 
 0/0 
 6/15,8 
 11/30,5 
 0/0 
 
 
 Larven am 26. Tag 
 14/42,4 
 28/75,7 
 26/72,2 
 7/26,9 
 
 
 Larven am 28. Tag 
 23/71,8 
 34/91,9 
 33/91,7 
 12/50,0 
 
 
 Larven am 30. Tag 
 32/100,0 
 37/100,0 
 36/100,0 
 24/100,0 
 
 
 p-Wert 
 0,037 * 
 0,021 * 
 0,028 * 
 - 
 
 
  Anmerkung : 1%, 5%, 10% HS bezeichnet die Gruppen, die verschiedenen Konzentrationen von HS (Huminsäure) ausgesetzt waren, die aus Alginat extrahiert wurden; n bezeichnet die Zahl der Larven mit resorbiertem Dottersack in jeder Testgruppe. Der p-Wert * basiert auf der ANOVA-Varianzanalyse mit Signifikanzniveau ⍺ = 0,05. Die Kontrollgruppe wurde mit den Gruppen verglichen, die verschiedenen Konzentrationen von HS ausgesetzt waren. 
 
 
 
 &amp;nbsp; 
 Tabelle 3 (unten) zeigt die physikalischen (Temperatur) und chemischen (pH, Nitrit- und Nitratwerte sowie die Wasserhärte) Wasserparameter. Die chemischen Eigenschaften des Wassers unterlagen offensichtlichen Veränderungen, insbesondere wurde die Differenz zwischen der Kontrollgruppe und den Gruppen mit einer Konzentration von 5% und 10% HS deutlich. Die Zugabe von HS beeinflusste die Wasserhärte, insbesondere bei den Gruppen mit einer Konzentration von 5% und 10%, was sich positiv bei der Haltung von Fischen aus Weichwasserhabitaten oder beim künstlichen Ausbrüten und der Aufzucht von Fischlarven auswirken kann, was bei uns der Fall war. Mungkung et al. [20] bestätigen in ihrer Studie, dass die Zugabe von 0,5, 5,0 und 50,0 mg/l Huminsäure die Gesamthärte in weichem, mittelhartem und hartem Wasser senkte. Zusätzlich zeigten die Huminstoffe einen positiven Einfluss auf die Überlebensrate von Puntius gonionotus bei Zugabe von Kadmium während der Beobachtungszeit. 
 Ein weiterer Wasserwert, der sich deutlich veränderte, war der pH-Wert. Die Ergebnisse zeigen eine pH-Senkung vor allem in den Gruppen mit einer Konzentration von 5% und 10% HS, was sich positiv in der niedrigeren Mortalität der Larven und weniger verpilzten Eiern zeigte. Insbesondere Wasserschimmel überleben diese Bedingungen nicht. 
 Perminova et al. [9] konnten nachweisen, dass HS die Funktion des Immunsystems und das Wachstum bei Fischen beeinflussen, Schwermetalle und organische Schadstoffe binden, das Wachstum von Cyanobakterien hemmen, die Strahlungsfunktion regulieren und die Fische vor negativen Folgen von Umweltstress schützen. In Wasser mit natürlichem Huminsäuregehalt gibt es weniger Schwankungen bei Sauerstoffgehalt und pH-Wert, was einen positiven Effekt auf die Anpassungsfähigkeit der Fische hat und die Mortalität während extremen Wetterwechseln reduzieren kann. In ihrer Studie konnten die Autoren auch nachweisen, dass HS fungizide, antiparasitische und antibakterielle Eigenschaften haben und das Wachstum von Aeromonas hydrophila, A. sobria, Edwardsiella iclaluri, E. tarda, Pseudomonas fluorescens und Escherichia coli hemmen. 
 In der Natur liegen die pH-Werte für Malawi-Cichliden bei 7,7 bis 8,6 und für Tanganjika-Cichliden bei 7,3 bis 8,0. Die Wasserhärte im Malawisee liegt Berichten zufolge bei 6 bis 10 Härtegraden (DH) und im Tanganjikasee bei 10 bis&amp;nbsp;12 °DH [14]. Erfahrungen haben gezeigt, dass sich Tanganjika- und Malawicichliden bei einem so niedrigen pH-Wert wie 7,2 und einer Wasserhärte von nur 3 °DH [21] wohlfühlen und sogar vermehren, was wir mit unserer Studie bestätigen konnten. Die Stabilität der Wasserwerte scheint wichtiger zu sein als die absolute Wasserhärte. Die Ergebnisse unserer Studie zeigen, dass Konzentrationen von 5% und 10% Huminsäure den pH-Wert und die Wasserhärte während der Beobachtungszeit effektiv stabilisierten. 
  Tabelle 3 : Vergleich der physikochemischen Eigenschaften des Wassers. 
 
 
 
  Parameter/Gruppe  
  1% HS  
  5% HS  
  10% HS  
  Kontrolle  
 
 
 Temperature (°C) 
 26 +/- 1 
 26 +/- 1 
 26 +/- 1 
 26 +/- 1 
 
 
 Wasserhärte (°dGH) 
 15 +/- 2,0&amp;nbsp; a  
 10 +/- 3,0&amp;nbsp; b  
 7 +/- 3,0&amp;nbsp; b  
 16 +/- 2,0&amp;nbsp; a  
 
 
 pH-Wert 
 8,0 +/- 0,5&amp;nbsp; a  
 7,5 +/- 0,5&amp;nbsp; b  
 7,2 +/- 0,6&amp;nbsp; b  
 8,5 +/- 0,5&amp;nbsp; a  
 
 
 Nitrit (mg NO 2 /l) 
 1,0 +/- 0,4&amp;nbsp; b  
 0,1 +/- 0,05&amp;nbsp; b  
 0,1 +/- 0,05&amp;nbsp; b  
 5,0 +/- 0,9&amp;nbsp; a  
 
 
 Nitrat (mg NO 3 /l) 
 30 +/- 5,5&amp;nbsp; b  
 20 +/- 2,0&amp;nbsp; b  
 10 +/- 1,5&amp;nbsp; b  
 100 +/- 20,0&amp;nbsp; a  
 
 
  Anmerkung : 1%, 5%, 10% HS bezeichnet die Gruppen, die verschiedenen Konzentrationen von HS &amp;nbsp;(Huminsäure) ausgesetzt waren, die aus Alginat extrahiert wurden;.&amp;nbsp; a, b &amp;nbsp;- Werte mit unterschiedlichen Buchstaben in den Reihen unterschieden sich signifikant bei p &amp;lt; 0,05. 
 
 
 
 &amp;nbsp; 
 Einer der wichtigsten Parameter für das Wohlergehen von Aquarienfischen ist der Nitritgehalt des Wassers. Für Fischlarven und Jungfische gilt eine Nitritkonzentration von bis 0,1 mg/l als ungefährlich. Höhere Konzentrationen dagegen bergen das Risiko einer akuten Vergiftung und eines plötzlichen Todes für die Larven [2]. Aus den Veränderungen des Nitritwertes bei den Testgruppen ließ sich schließen, dass schon in einer 1%-igen Konzentration die Huminsäure das Nitrit im Wasser binden konnte und so einen wichtigen Beitrag zu einer erfolgreichen Aufzucht der Fischlarven und für die Stabilität der Bedingungen im Aquarium leistete. 
 Der letzte relevante Parameter ist die Nitratkonzentration - zwar nicht ganz so bedeutsam wie Nitrit, aber doch ein wichtiger Indikator bei der Beurteilung der Wasserqualität. [1]. Die Ergebnisse unserer Studie deuten darauf hin, dass die Zugabe von HS noch einen weiteren positiven Effekt hat, nämlich seine Fähigkeit, die Nitratkonzentration im Wasser zu verringern. Der optimale empfohlene Nitratwert liegt bei 10 - 30 mg/l. Nitrate sind für Fische nicht so schädlich wie Nitrite; daher rufen auch noch höhere Konzentrationen von 30-50 mg/l noch keine Vergiftungserscheinungen hervor [2]. Bei sehr hohen Konzentrationen (über 50 mg/l) können sie eine akute Vergiftung hervorrufen, ähnlich wie Nitrite. Auch das konnten wir in unserer Studie bestätigen: Die hohe Nitratkonzentration im Wasser unserer Kontrollgruppe (100 mg/l) trug sehr wahrscheinlich zu einem großen Teil zur 40%-igen Mortalitätsrate dieser Fischlarven bei. 
 4. Fazit 
 Die Ergebnisse dieser Studie zeigten einen deutlichen Erfolg bei der künstlichen Aufzucht afrikanischer Cichliden (Labidochormis caeruleus), wenn ein geeignetes Umfeld während des künstlichen Ausbrütens des Laichs und bei der Larvenaufzucht geschaffen wurde, indem verschiedene Konzentrationen von HS zugegeben wurde. Am stabilsten erwies sich das Aquarienwasser der Gruppen, die Konzentrationen von 5% und 10% HS ausgesetzt waren, was sich in deutlich reduzierten Nitrit- und Nitratgehalten äußerte und zu einer stark verminderten Mortalität bei Laich und Fischlarven führte. Dieses Wissen lässt sich bei der Vorbeugung akuter Vergiftungen bei der Aufzucht von Laich und Fischlarven im Aquarium nutzen. Zusätzlich nahmen als Folge der Zugabe von HS der pH-Wert und die Wasserhärte im Verhältnis zur HS-Konzentration ab. Obwohl im Malawisee endemische Cichliden pH-Werte von 7,7 bis 8,6 bevorzugen, lassen sich ihre Larven bei pH-Werten von 7,2 bis 7,5 und einer Gesamthärte von 7 bis 10 erfolgreich aufziehen. Wenn der pH-Wert des Wassers alkalisch wird, steigt das Risiko einer Laichverpilzung; der Einsatz von HS kann daher dieses Risiko minimieren und den pH-Wert auf einem Niveau stabilisieren, auf dem es noch keine Verluste gibt. Als kritisch sehen wir eher die Stabilität der Werte an und nicht so sehr die absoluten Werte selbst. Die Ergebnisse unserer Studie zeigten, dass die Zugabe von Huminsäure bis zu einer Konzentration von 5% und 10% den pH-Wert und die Wasserhärte während der Beobachtungszeit effektiv stabilisierten. 
 Zusätzlich zur Stabilisierung der physikochemischen Wasserparameter konnten wir Größenunterschiede bei den Gruppen feststellen, die einer Konzentration von to 5% und 10% HS ausgesetzt waren. Die Larven dieser Gruppen waren am Ende des Beobachtungszeitraums im Vergleich zur Kontrollgruppe deutlich größer, was den positiven Einfluss der HS auf diese Organismen vom physiologischen Standpunkt aus und hinsichtlich der zügigen Aufzehrung des Dottersacks und des damit zusammenhängenden Wachstums untermauert. Ein relevanter Unterschied ließ sich an den Tagen 26-28 des Beobachtungszeitraums bei den Larven in den Gruppen mit einer Konzentration von 5% und 10% HS beobachten; hier war der Dottersack zu 90% aufgebraucht, während er in der Kontrollgruppe lediglich auf 50% geschrumpft war. 
 Das Wissen, das wir im Rahmen dieser Studie erworben haben und sein Transfer in die aquaristische Praxis kann selbst wenig erfahrenen Aquarianern helfen, Aquarienfische zu züchten, die normalerweise ohne die Zugabe von HS in künstlichen Aufzuchtbedingungen nicht nachzuzüchten sind. 
 &amp;nbsp; 
  Literaturangaben  1. Werkman, P.J. De vissenkom en de waterkwaliteit. The aquarium und the water quality Part 3. Tijdschr. Diergeneeskd. 2007, 1, 524-528. 2. Roberts, H.; Palmeiro, B.S. Toxicology of aquarium fish. Vet. Clin. N. Am. Exot. Anim. Pract. 2008, 11, 359-374. 3. Riffel, A.P.; Saccol, E.M.; Finamor, I.A.; Ourique, G.M.; Gressler, L.T.; Parodi, T.V.; Goulart, L.O.; Llesuy, S.F.; Baldisserotto, B.; Pavanato, M.A. Humic acid und moderate hypoxia alter oxidative und physiological parameters in different tissues of silver catfish (Rhamdia quelen). J. Comp. Physiol. B 2014, 184, 469-482. 4. Meinelt, T.; Schreckenbach, K.; Pietrock, M.; Heidrich, S.; Steinberg, C.E. Humic substances. In Part 2: Interactions with Organisms; Zleibniz Institute of Freshwater Ecology und Inland Fisheries: Müggelseedamm, Germany, 2004; Volume 15, pp. 128-135. 5. Gancarčíková, S.; Nemcová, R.; Popper, M.; Hrčková, G.; Sciranková, L’.; Mad’ar, M.; Mudroňová, D.; Vilček, Š.; Žitňan, R. The Influence of Feed-Supplementation with Probiotic Strain Lactobacillus reuteri CCM 8617 und Alginite on Intestinal Microenvironment of SPF Mice Infected with Salmonella Typhimurium CCM 7205. Probiotics Antimicrob. Proteins 2019, 11, 493-508. 6. Meinelt, T.; Schreckenbach, K.; Pietrock, M.; Heidrich, S.; Steinberg, C.E. Humic substances. Part 1: Dissolved humic substances (HS) in aquaculture und ornamental fish breeding. Environ. Sci. Pollut. Res. Int. 2008, 15, 17-22. 7. Dutton, J.; Fisher, N.S. Influence of humic acid on the uptake of aqueous metals by the killifish Fundulus heteroclitus. Environ. Toxicol. Chem. 2012, 31, 2225-2232. 8. Lee, J.G.; Yoon, H.Y.; Cha, J.Y.; Kim, W.Y.; Kim, P.J.; Jeon, J.R. Artificial humification of lignin architecture: Top-down and bottom-up approaches. Biotechnol. Adv. 2019, 37, 107416. 9. Perminova, I.V.; Hatfield, K.; Hertkorn, N. Use of Humic Substances to Remediate Polluted Environments: From Theory to Practice. In Proceedings of the NATO Advanced Research Workshop on Use of Humates to Remediate Polluted Environments, Zvenigorod, Russia, 23-29 September 2002. Life 2023, 13, 1071 9 of 9 10. Yamin, G.; Falk, R.; Avtalion, R.R.; Shoshana, N.; Ofek, T.; Smirnov, R.; Rubenstein, G.; van Rijn, J. The protective effect of humic-rich substances on atypical Aeromonas salmonicida subsp. salmonicida infection in common carp (Cyprinus carpio L.). J. Fish Dis. 2017, 40, 1783-1790. 11. Wang, X.; Liu, L.; Liang, D.; Chen, S.; Fan,W. Influence of Humic Acid on Oxidative Stress Induced by Arsenite und Arsenate Waterborne Exposure in Danio rerio. Bull Environ. Contam. Toxicol. 2021, 106, 786-791. 12. Prokešová, M.; Bušová, M.; Zare, M.; Tran, H.Q.; Kučerová, E.; Ivanova, A.P.; Gebauer, T.; Stejskal, V. Effect of Humic Substances as Feed Additive on the Growth Performance, Antioxidant Status, und Health Condition of African Catfish (Clarias gariepinus, Burchell 1822). Animals 2021, 11, 2266. 13. Xu, K.; Duan, W.; Xiao, J.; Tao, M.; Zhang, C.; Liu, Y.; Liu, S. Development und application of biological technologies in fish genetic breeding. Sci. China Life Sci. 2015, 58, 187-201. 14. Santos, M.E.; Lopes, J.F.; Kratochwil, C.F. East African cichlid fishes. Evodevo 2023, 14, 1. 15. Wang, Y.N.; Lee, K.; Pai, S.; Ledoux,W.R. Histomorphometric comparison after fixation with formaldehyde or glyoxal. Biotech. Histochem. 2011, 86, 359-365. 16. Barančíková, G.; Litavec, T. Comparison of chemischen structure of alginite Huminsäuren isolated with two different procedures with soil Huminsäuren. Agriculture 2016, 62, 138-148. 17. Barančíková, G. Monitoring kvantitatívneho a kvalitatívneho zloženia pôdnej organickej hmoty. In Monitoring of the Quantitative and Qualitative Composition of Soil Organic Matter (Slovak); Kobza, J., Barančíková, G., Hrivňáková, K., Makovníková, J., Pálka, B., Styk, J., Eds.; Výskumný Ústav Pôdoznalectva a Ochrany Pôdy: Bratislava, Slowakei, 2010; 251p, ISBN 978-80-8163-004-0, Available online: https://www.vupop.sk/dokumenty/rozne_monitoring_pod_slovenska.pdf (accessed on 8 April 2023). 18. Meinelt, T.; Rose, A.; Pietrock, M. Effects of calcium content und humic substances on the toxicity of acriflavine to juvenile zebrafish Danio rerio. J. Aquat. Anim. Health 2002, 14, 35-38. 19. Abdel-Wahab, A.M.; El-Refaee, A.M.; Ammar, A.A. Effects of Humic Acid as Feed Additive in Improvement of Nonspecific Immune Response und Disease Resistance in Common Carp (Cyprinus carpio). Egypt. J. Aquac. 2012, 12, 83-90, Available online: https://www.semanticscholar.org/paper/Effects-of-Humic-Acid-as-Feed-Additive-in-of-Immune-Abdel-Wahab-El-Refaee/f2360f273afe74d88d496dcf0f28739906e72b9 (accessed on 1 February 2012). 20. Mungkung, R.; Upatham, E.S.; Pokethitiyook, P.; Kruatrachue, M.; Panichajakul, C. Effects of Humic Acid andWasserhärte on Acute Toxicity und Accumulation of Cadmium in the Freshwater Fish (Puntius gonionotus Bleeker). ScienceAsia 2001, 27, 157-164. 21. Sean, B. Malawi Cichlids Water Parameters: Temperatur, pH und GH. 2020, Available online: https://theaquariumadviser.com/malawi-cichlids-water-parameters/ (accessed on 6 June 2020). 
  Haftungsausschluss/Herausgeber-Anmerkung : Die in allen Veröffentlichungen enthaltenen Aussagen, Meinungen und Daten stammen ausschließlich von den einzelnen Autoren und Mitwirkenden und nicht von MDPI und/oder den Herausgebern. MDPI und/oder der/die Herausgeber lehnen jede Verantwortung für Personen- oder Sachschäden ab, die sich aus Ideen, Methoden, Anweisungen oder Produkten ergeben, auf die im Inhalt Bezug genommen wird. 
 &amp;nbsp; 
                ]]> </content> <updated>2023-06-26T00:00:00+02:00</updated> </entry> <entry> <title type="text">Erlenzapfen</title> <id>https://www.garnelenhaus.de/wiki/erlenzapfen</id> <link href="https://www.garnelenhaus.de/wiki/erlenzapfen"/> <summary type="html"> <![CDATA[
                
                                            Erlenzapfen sind im Aquarium und Terrarium fast nicht mehr wegzudenken. Hier erfährst du alles über die nützlichen kleinen Helfer aus der Natur.
                                        ]]> </summary> <content type="html"> <![CDATA[
                 
 Inhaltsverzeichnis 
 
  1 Was sind Erlenzapfen?  
 
  1.1 Erlenzapfen erkennen  
 
  2 Was können Erlenzapfen?  
 
  2.1 Schwarzwasser im Aquarium  
 
  3 Wo und wann sammeln?  
 
  3.1 Sind die Zapfen noch gut?  
 
  4 Aufbereiten und aufbewahren  
  5 Dosierung  
  6 Sud aus Erlenzapfen  
  7 Dosierung  
 
 
 Erlenzapfen sind ein alter Geheimtipp in der Aquaristik. Sie können bei Schleimhautproblemen, verschiedenen Fischkrankheiten, Garnelenkrankheiten, Verletzungen, und vielen weiteren Problemen im Aquarium helfen. 
   1 Was sind Erlenzapfen? 
 Erlenzapfen sind Fruchtstände der Erlen. Interessant fürs Aquarium sind insbesondere die Zäpfchen der Schwarzerle (Alnus glutinosa) und der Grauerle oder Weißerle (Alnus incana). Diese Bäume wachsen auf eher feuchtem Boden, oft am Ufer verschiedener Gewässer oder in sumpfigem Gelände. 
   1.1 Erlenzapfen erkennen 
 Verwechslungsgefahr bei Erlenzapfen besteht mit anderen kleinen Zapfen, zum Beispiel von Kiefern oder Lärchen. Um Erlenzapfen sicher zu bestimmen, schaust du dir am besten den Baum an. Eine Erle hat keine Nadeln wie eine Kiefer oder eine Lärche, sondern runde, relativ große Laubblätter. Die Baumrinde der Erle ist grau und recht glatt, während die Rinde der Kiefer sehr borkig ist. Auch die Rinde der Lärche ist borkig. 
   2 Was können Erlenzapfen? 
 Wasserlösliche Gerbstoffe oder Tannine enthalten Erlenzapfen in großer Menge, laut einigen Quellen auch im Aquarienwasser lösliche  Huminstoffe . Diese Stoffe wirken fungizid und haben antibakterielle Eigenschaften. 
 Dadurch können Erlenzapfen im Aquarium vorbeugend und kurativ eingesetzt werden bei: 
 
 leichten Verletzungen bei Fischen, Krebsen und Garnelen 
 Flossenfäule bei Fischen 
 Verpilzung bei Fischen, Krebsen und Garnelen, auch bei Laichverpilzung 
 Stress 
 Häutungsprobleme bei Garnelen und Krebsen 
 
  Außerdem bewirken die leicht sauren Inhaltsstoffe von Erlenzapfen eine Senkung des pH-Werts, was insbesondere in einem Aquarium mit weichem Wasser hilfreich ist. Huminstoffe puffern zudem den pH-Wert bei ca. 6,0 bis 6,5. 
 In Hartwasser mit einem stark basischen pH-Wert sind die milden Säuren in den Erlenzapfen jedoch nicht ausreichend, um den pH-Wert innerhalb der fürs Aquarium empfohlenen Dosierung signifikant zu senken. 
 Das Aquarienwasser färbt sich nach der Zugabe von Erlenzapfen bernsteinfarben bis leicht teebraun, was die Farben von Fischen und Pflanzen schön hervorhebt, weich und sehr natürlich wirkt. 
   2.1 Schwarzwasser im Aquarium 
 Bei stärkerer Dosierung kann man Schwarzwasser herstellen. Achtung, nicht alle Aquarienbewohner vertragen das sehr gerbstoffhaltige und huminstoffhaltige dunkel teebraune Schwarzwasser! Auch für Pflanzen ist stark braun gefärbtes Aquarienwasser weniger günstig, weil dann nicht mehr genügend  Licht für die Photosynthese  bei ihnen ankommt. 
 Für Fische wie Skalare oder Neons, die in der Natur in genau solch dunkel gefärbten, stark huminstoffhaltigen Gewässern leben, ist Schwarzwasser auch im Aquarium optimal und artgerecht. 
   
   3 Wo und wann sammelt man Erlenzapfen? 
 Wenn du dir ganz sicher bist, dass der Baum, den du vor dir hast, eine Erle ist, kannst du loslegen. Achte darauf, dass die Erle nicht dicht an landwirtschaftlich genutzten Flächen steht, um eine mögliche Kontamination mit Pestiziden auszuschließen. Auch stark befahrene Straßen und emissionsreiche Industriegebiete solltest du meiden. 
 Erlenzapfen sind reif, wenn sie nicht mehr grün, sondern dunkelbraun sind. Das ist in etwa ab Ende September bis Anfang Oktober der Fall. Pflücke die Erlenzapfen am besten direkt vom Baum, auf der Erde liegende Erlenzäpfchen können je nach Standort des Erlenbaums mit Tierkot und ähnlichen unliebsamen Substanzen kontaminiert sein. 
 Nach dem ersten Frost sind die Erlenzapfen geöffnet und die Samen können aus den Fruchtständen herausfallen. Diese Zeit solltest du abwarten, damit in deinem Aquarium kein Sämling keimt. (Sollte doch einmal ein Erlensamen keimen, kannst du den Keimling einfach aus dem Aquariensubstrat herausziehen.) 
 Erlenzapfen, die noch vom letzten Jahr an den Bäumen hängen, erkennst du an ihrer dunkelbraunen Farbe und dem etwas eingeschrumpften Aussehen. Sie kannst du ebenfalls noch sammeln, allerdings hat der Regen aus diesen Zäpfchen schon viele wertvolle Inhaltsstoffe ausgewaschen. Vor allem nach einem regenreichen Winter ist in der Regel in letztjährigen Erlenzapfen nicht mehr viel an Gerbstoffen und Huminstoffen enthalten. 
   3.1 Sind die Erlenzapfen noch gut? 
 Ob die Erlenzapfen noch gut sind und noch ausreichend Wirkstoffe enthalten, kannst du ganz einfach überprüfen. 
 Gib den Erlenzapfen in ein Glas mit klarem, kaltem Wasser und beobachte. Innerhalb weniger Minuten müssten sich dunkelbraune Schlieren aus dem Erlenzapfen lösen und im Wasser absinken - die Gerbstoffe und Huminstoffe. Dann sind die Erlenzapfen noch gut und können im Aquarium verwendet werden. 
   4 Erlenzapfen aufbereiten und aufbewahren 
 Auch Erlenzapfen, die beim Sammeln noch geschlossen sind, öffnen sich, wenn sie bei trockener und warmer Lagerung im Haus vollends austrocknen. 
 Um die Samen vollständig zu entfernen, gibst du die Erlenzäpfchen ein Glas mit Schraubdeckel und schüttelst kräftig. Dadurch fallen die Samenkörner aus den Zapfen heraus. 
 Keinesfalls werden Erlenzapfen vor der Lagerung überbrüht oder mit Wasser abgewaschen - dadurch würdest du nur unnötig die wichtigen Gerbstoffe und Huminstoffe auswaschen. Frisch vom Baum gepflückte Zäpfchen sind in der Regel ohnehin kaum mit Schmutz kontaminiert und können einfach vollends getrocknet, von den Samen befreit und dann luftig in einer Papiertüte oder einem Karton aufbewahrt werden, bevor sie im Aquarium zum Einsatz kommen. 
   5 Dosierung 
 Erlenzapfen sind ein Naturprodukt und können daher stark unterschiedliche Mengen an Gerbstoffen und Huminstoffen enthalten. Am besten fängst du mit der kleinsten empfohlenen Menge an und steigerst langsam hoch. Denk daran, dass die Zäpfchen der Schwarzerle oder Grauerle etwas Zeit brauchen, um ihre Inhaltsstoffe abzugeben. 
 Grundsätzlich rechnet man 1 bis 2 Erlenzapfen auf 20 l Aquarienwasser. 
 Wird das Wasser zu dunkel, mach einen Wasserwechsel und nimm einen Teil der Erlenzapfen wieder aus dem Aquarium! 
 Nach ca. zwei bis vier Wochen im Aquarium haben die Erlenzapfen ihre Inhaltsstoffe soweit abgegeben und zeigen keine Wirkung mehr. Als Futterquelle oder Aquariendeko sind sie immer noch tauglich, Erlenzapfen werden von Garnelen, Krebsen und Welsen sehr gerne beknabbert. Ausgelutschte Erlenzapfen kannst du also einfach im Aquarium lassen. 
 Legst du weiterhin Wert auf die Inhaltsstoffe der Zäpfchen, solltest du nach 2-4 Wochen neue Zapfen nachlegen. Gut bewährt hat sich auch, zunächst mit der Hälfte der Zapfen anzufangen und nach 1-2 Wochen nachzulegen - so bleibt der Spiegel der Gerbstoffe und Huminstoffe im Aquarienwasser gleichbleibend hoch. 
   6 Sud aus Erlenzapfen 
 Ein Sud aus Erlenzapfen wirkt unmittelbar und schneller, weil du hier gleich eine hohe Dosis an Gerbstoffen und Huminstoffen ins Aquarium einbringen kannst und nicht erst warten musst, bis sich die Inhaltsstoffe aus den Zapfen lösen. 
 Du brauchst: 
 
 ca. 50-60 g Erlenzapfen 
 1 Liter Osmosewasser oder demineralisiertes (&quot;destilliertes&quot;) Wasser 
 1 alter Topf 
 Filtertüte aus Papier 
 
  Lass die Erlenzapfen über Nacht im Wasser stehen. Koche dann das Wasser mit den Zapfen zusammen für ca. 30 Minuten und gieße den Sud über einen Papierfilter ab, um Schwebstoffe zurückzuhalten. Der Sud ist in einer verschlossenen Flasche im Kühlschrank über Monate haltbar. 
 Von diesem Erlenzapfen-Sud gibst du löffelweise Portionen in dein Aquarium, bis das Wasser den bekannten Bernsteinton bis leichte Teefarbe zeigt. 
   7 Erlenzapfen-Sud fürs Terrarium 
 Der Sud von Erlenzapfen wirkt im Terrarium und Aquaterrarium regulierend auf den pH-Wert im Bodengrund und verhindert, dass das Substrat zu alkalisch wird. Insbesondere bei Asseln, aber auch bei manchen Landkrabben ist ein leicht saurer Boden fürs Wohlbefinden wichtig. 
 Fürs Terrarium brauchst du einen weniger stark konzentrierten Sud als fürs Aquarium. Er wird wie folgt hergestellt: 
 
 Gib 6-8 Erlenzapfen in einen Teebeutel. 
 Gieße mit 1 Liter kochendem Osmosewasser auf 
 Lass das ganze einen Tag lang ziehen 
 Nimm den Teebeutel mit den Zapfen heraus 
 
  Diesen Sud sprühst du mit Hilfe einer Sprühflasche einmal pro Woche auf den Bodengrund im Terrarium, bis das Substrat gut feucht ist. Für deine Terrarienbewohner ist der Sud übrigens nicht giftig! 
 Die ausgekochten Zapfen eignen sich noch prima als Futter für Asseln, Pflanzen fressende Krabben oder andere Terrarienbewohner, die sich pflanzlich oder omnivor ernähren. 
                ]]> </content> <updated>2022-10-24T00:30:00+02:00</updated> </entry> <entry> <title type="text">Warum kann die KH höher als GH sein?</title> <id>https://www.garnelenhaus.de/wiki/warum-kann-die-kh-hoeher-als-gh-sein</id> <link href="https://www.garnelenhaus.de/wiki/warum-kann-die-kh-hoeher-als-gh-sein"/> <summary type="html"> <![CDATA[
                
                                            Die Karbonathärte ist Teil der Gesamthärte, wie also kann es sein, dass im Leitungswasser und im Aquarium manchmal die KH höher als die GH ist? Hier erklären wir die Gründe und Zusammenhänge.
                                        ]]> </summary> <content type="html"> <![CDATA[
                 
 Inhaltsverzeichnis 
 
  1 Säurebindungsvermögen  
 
  1.1 KH &amp;gt; GH in der Natur  
  1.2 KH &amp;gt; GH im Leitungswasser  
 
  2 Was wird gemessen?  
 
  2.1 GH-Tests  
  2.2 KH-Tests  
 
  3 Fazit  
  4 Folgen fürs Aquarium  
 
 
 Wir haben gelernt, dass die  Karbonathärte  im Wasser ein Teil der  Gesamthärte  ist - immerhin sind die Härtebildner Kalzium (Ca) und Magnesium (Mg) an Karbonate gebunden, oder etwa nicht? Wie also kann es sein, dass der KH-Test eine höhere Karbonathärte in deinem Aquarienwasser anzeigt und eine niedrigere Gesamthärte? 
   1 Säurebindungsvermögen 
 Dazu muss man wissen, dass die im Handel üblichen KH-Tests nicht direkt die Karbonathärte messen, welche ein Teil der Gesamthärte (Ca und Mg) ist, sondern vielmehr das Säurebindungsvermögen (SBV). Zum SBV gehören auch Karbonate, die an Kalium (K) oder Natrium (Na) gebunden sind. 
   1.1 KH höher als GH - in natürlichen Gewässern 
 So ist es gar nicht ungewöhnlich, dass auch in natürlichen Habitaten die gemessene KH höher als die GH ist. In den Afrikanischen Seen Malawisee und Tanganjikasee ist die gemessene KH beispielsweise deutlich höher als die GH, und auch in vielen tropischen Flüssen, in denen aus Mangel an Kalzium und Magnesium im Wasser gar keine GH gemessen werden kann, ist eine geringe KH feststellbar, wenn Verbindungen mit Natrium und/oder Kalium vorhanden sind. 
   1.2 KH höher als GH - im Leitungswasser 
 Aquarianer, die für ihr Leitungswasser eine Enthärtungsanlage (Ionentauscher) nutzen, können ebenfalls oft eine höhere KH als GH messen, da der Ionentauscher Kalzium und Magnesium gegen Natrium tauscht. 
   2 Was genau wird gemessen? 
 Die “echte” Karbonathärte definiert sich als Anteil der Carbonate und Hydrogencarbonate, die mit Erdalkalimetallen zusammen eine Verbindung eingehen - im Leitungswasser liegen hauptsächlich die Erdalkalimetalle Kalzium (Ca) und Magnesium (Mg) in Form gelöster Salze vor. 
   2.1 GH-Tests 
 Die üblichen GH-Tests (Gesamthärte) messen nur die im Wasser gelösten Härtebildner, also die Erdalkalisalze, hauptsächlich vorhanden als Kalzium (Ca) und Magnesium (Mg). Sie messen nicht die Gesamtheit aller gelösten Mineralien! 
   2.2 KH-Tests 
 Bei den KH-Tests (Karbonathärte) werden alle Carbonat-Ionen und Hydrogencarbonat-Ionen gemessen, auch solche, welche nicht an Calcium und Magnesium, sondern an Natrium oder Kalium gebunden sind. 
 Diese Tests haben sich durchgesetzt, weil sie einfach, schnell und günstig sind, tatsächlich wird damit aber nicht die Karbonathärte, sondern die Säurekapazität bzw. das Säurebindungsvermögen (SBV) gemessen. 
   3 Fazit 
 Die “echte” Karbonathärte kann nur geringer oder maximal gleich hoch sein wie die GH. Das Säurebindungsvermögen (mit einem handelsüblichen KH-Test gemessen) kann höher sein als die GH. 
   4 Folgen fürs Aquarium 
 Wenn in deinem Leitungswasser die KH also deutlich höher als die GH ist, spricht das dafür, dass du einen guten Anteil Natrium im Wasser hast. Viele Garnelen vertragen das nicht gut. So sind zum Beispiel  Bienengarnelen  und  Taiwangarnelen  ebenso wie andere  Caridina -Hybriden aus weichem Wasser dafür bekannt, dass sie ein solches Wasser gar nicht gut vertragen.   Neocaridina   sind an dieser Stelle deutlich toleranter. 
                ]]> </content> <updated>2022-07-23T00:15:00+02:00</updated> </entry> <entry> <title type="text">Huminstoffe im Aquarium, Wasseraufbereiter Nr. 1</title> <id>https://www.garnelenhaus.de/wiki/huminstoffe-im-aquarium-wasseraufbereiter-nr-1</id> <link href="https://www.garnelenhaus.de/wiki/huminstoffe-im-aquarium-wasseraufbereiter-nr-1"/> <summary type="html"> <![CDATA[
                
                                            In der Natur sind Huminstoffe in so gut wie jedem Wasser vorhanden und sollten daher auch im Aquarium nicht fehlen. Früher wurden sie als bloßer Ballast empfunden, heute weiß man um ihre vielfältigen positiven Auswirkungen besser Bescheid und macht sie sich gezielt zunutze.
                                        ]]> </summary> <content type="html"> <![CDATA[
                 
 Inhaltsverzeichnis 
 
 1 -  Was sind Huminstoffe?  
 
 1.1 -  Huminstoffe im Wasser  
 
 2 -  Wie wirken Huminstoffe?  
 
 2.1 -  Indirekte Wirkungen  
 
 2.1.1 -  Reduzierung des Keimdrucks  
 2.1.2 -  Nährstoffverfügbarkeit  
 2.1.3 -  Mileuverbesserung  
 2.1.4 -  pH-Stabilisierung  
 2.1.5 -  Schadstoffbindung  
 
 2.2 -  Direkte Wirkungen  
 
 2.2.1 -  Immunstärkung  
 2.2.2 -  Heilwirkung  
 2.2.3 -  Osmoregulation  
 2.2.4 -  Vermehrung und Langlebigkeit  
 2.2.5 -  Stressreduzierung  
 2.2.6 -  Bessere Mineralstoffaufnahme  
 
 
 3 -  Färbung des Wassers  
 4 -  Laub und Erlenzapfen  
 5 -  Huminstoffpräparat selber herstellen  
 6 -  Dosierungsempfehlung  
 
 6.1 -  Tiere aus Schwarzwasser  
 6.2 -  Achtung Überdosierung  
 
 7 -  Fazit  
 8 -  Video - Interview: Prof. Dr. Chr. E. W. Steinberg  
 9 -  Vortrag: Prof. Dr. Christian E. W. Steinberg  
 
 9.1 -  Umweltstress, die übersehende ökol. Stellgröße  
 9.2 -  Huminstoffe fördern Weiblichkeit  
 9.3 -  Steigerung der Nachkommenzahl und Lebensdauer  
 9.4 -  Nachkommenzahl und Stresstoleranz erhöhen  
 9.5 -  Kreuztoleranzen sind nicht auf Wirbellose beschränkt  
 9.6 -  Stresstoleranz pflanzt sich transgenerational fort  
 9.7 -  Schlussbetrachtungen  
 
 10 -   &amp;nbsp; Studie: Zierfischzucht und Huminstoffe  
 
 
 Huminstoffe gehören zu den wichtigsten &quot;Zutaten&quot; in einem Aquarium. Nur mit ihnen lassen sich naturnahe Bedingungen schaffen, und sie werden von allen Tier- und Pflanzenarten im Aquarium benötigt. Gesundheit, Vermehrung und ein möglichst langes, stressfreies Leben, das wünschen wir unseren Aquarienbewohnern. In zahlreichen wissenschaftlichen Studien hat sich gezeigt, dass uns Huminstoffe dabei helfen können. Schon wenige Tropfen Huminstoffe, wöchentlich dosiert und ohne große Farbveränderung des Wassers, reichen aus, um die zahlreichen positiven Eigenschaften zu nutzen. 
   1 - Was sind Huminstoffe? 
 Huminstoffe sind in der Natur das größte Reservoir an organischem Kohlenstoff. Sie sind z.B. in Falllaub enthalten und bleiben übrig, nachdem sich die Blätter am Boden in ersten Schritten zersetzt haben. Es sind also die Stoffe, die nach der Verrottung und Mineralisierung von Pflanzen in ihre Bestandteile wie  Nitrat ,  Phosphat ,  Kalium ,  CO  2 , etc. im Boden verbleiben, wo sie langsam weiter verstoffwechselt werden. 
 Huminstoffe sind weltweit in jedem Ökosystem vorhanden, und ihr Anteil ist immer größer als alle lebenden Tiere, Pflanzen und Mikroorganismen zusammen. In der Natur spielen sie damit eine sehr wichtige Rolle. 
   1.1 - Huminstoffe im Wasser 
 Im Wasser befinden sich Huminstoffe als gelöste organische Kohlenstoffe, die analytische Einheit ist DOC (dissolved organic carbon). Sie entstehen nicht nur durch Reste von Wasserpflanzen, sondern werden hauptsächlich durch Einschwemmung von Bodenmaterial in Seen und Flüsse eingebracht. 
 Besonders in den Habitaten (Lebensräumen), aus denen unsere Fische, Garnelen, Krebse, Schnecken und Pflanzen in der Aquaristik kommen, ist der Huminstoffanteil sogar um ein vielfaches höher als alle lebenden Tiere, Pflanzen und Mikroorganismen zusammen. Diese Organismen haben sich also auf Huminstoffe im Wasser eingestellt und haben gelernt, diese zu ihrem Vorteil zu nutzen. 
   2 - Wie wirken Huminstoffe? 
   2.1 - Indirekte Wirkungen 
 Huminstoffe wirken sich nicht nur direkt, sondern auch indirekt auf die Wassertiere aus, die in huminstoffreichen Lebensräumen siedeln. Diese Wirkungen sind vielfältig und in der Mehrzahl auch im Aquarium ausgesprochen interessant. Man könnte sagen, Huminstoffe wirken umfassend und wie ein natürlicher  Wasseraufbereiter . 
   2.1.1 - Reduzierung des Keimdrucks 
 Huminstoffe wirken antibakteriell und reduzieren die  Keimbelastung , z. B. durch die häufig vorkommenden Bakteriengattungen  Aeromonas  und  Pseudomonas.  Huminstoffe wirken außerdem fungizid und beugen damit  Infektionskrankheiten durch Pilzbefall  vor. Das Myzelwachstum kann durch sie stark gehemmt oder sogar ganz gestoppt werden. Somit haben potentielle Angreifer für unsere Tiere kein gutes Milieu, um sich ungehemmt zu verbreiten und gefährlich zu werden. 
   2.1.2 - Nährstoffverfügbarkeit 
 Huminstoffe wirken als natürlicher Chelator für Pflanzennährstoffe und sorgen dafür, dass diese für die Pflanzen leichter zugänglich sind und länger im Wasser verfügbar bleiben. Sie haben eine hohe&amp;nbsp;Kationen-Austausch-Kapazität&amp;nbsp;(gute Verfügbarkeit von Kationen). Die Nährstoffaufnahme der Pflanzen wird somit verbessert. Insbesondere binden Huminstoffe  Ammonium  und reduzieren dadurch die Gefahr, dass giftiges Ammoniak entsteht. 
   2.1.3 - Mileuverbesserung 
 Huminstoffe sind reich an organischen sowie mineralischen Substanzen und verbessern das Milieu im Bodengrund. Die Abbauprozesse werden optimiert und die Pflanzenwurzeln können besser wachsen. Auch der Algenwuchs wird vermindert. Teilweise spielt hier natürlich das verbesserte Pflanzenwachstum eine Rolle. 
   2.1.4 - pH-Stabilisierung 
 Huminstoffe stabilisieren den  pH-Wert  im Wasser. Bei einem Mangel an Karbonatpuffern übernehmen sie die Pufferfunktion des pH-Wertes. Insbesondere bei Weichwasser ist dies sehr wichtig, weil hier wenig bis keine  Karbonathärte  vorliegt. Huminstoffe schützen damit vor einem gefährlichem pH-Sturz. 
   2.1.5 - Schadstoffbindung 
 Huminstoffe können außerdem Schadstoffe binden und dadurch unschädlich machen. Neben Schwermetallen werden auch Pestizide physikalisch stabil gebunden und damit aus dem Verkehr gezogen. 
   2.2 - Direkte Wirkungen 
 Die wirklich spannenden Eigenschaften von Huminstoffen sind allerdings deren verschiedene direkte Wirkungen auf die Tiere. Dachte man früher, sie können vom Organismus nicht aufgenommen werden und hätten sozusagen nur als Reaktionsträger eine indirekte Wirkung, weiß man heute, dass Huminstoffe klein genug sind, um membrangängig zu sein. Sie wirken also auch direkt in den Zellen der Lebewesen und lösen in den Organismen Reaktionen aus. 
   2.2.1 - Immunstärkung 
 Huminstoffe sind sogenannte &quot;Stressoren&quot;, die das  Immunsystem  reizen. Sie täuschen vor, ein gefährlicher Eindringling zu sein, ohne dass sie es wirklich sind. Durch Huminstoffe werden weiße Blutkörperchen (Blutzellen) aktiviert und das Immunsystem trainiert, sodass es für echte Gefahren bestens gewappnet ist. Pathogene und Parasiten sind überall und damit auch in unseren Aquarien zu finden. Läuft das Becken stabil und haben die Tiere ein gutes Immunsystem, stellt sich ein Gleichgewicht ein. So haben weder Bakterien noch Pilze eine Chance, zum Problem zu werden, und die Tiere bleiben gesund. Ändern sich aber Umweltbedingungen, z.B. durch ein nicht gut laufendes Aquarium, verstärkt sich der Stress, und die Immunabwehr verschlechtert sich. Dann haben Pilze, Parasiten und Bakterien leichtes Spiel, und ernsthafte Probleme können entstehen. Daher ist ein gesundes und aktives Immunsystem so wichtig. 
   2.2.2 - Heilwirkung 
 Infektionen, Verletzungen und Entzündungen heilen in Anwesenheit von Huminstoffen schneller ab. Sie lösen&amp;nbsp; zelluläre Abwehrmechanismen aus und verstärken die Produktion von Stressproteinen, welche die Selbstheilungskräfte auf Touren bringen. Ferner gerben sie die Haut und leiten die Erneuerung von Membranen ein. Diese findet man auf den Schleimhäuten und besonders auch auf Wunden. Dadurch werden Eindringlinge effektiv abgewehrt. Bei Krankheiten wie Ichthyo / Weißpünktchenkrankheit, Flossenfäule,  Wasserschimmel , Kiemennekrosen etc. wurden Huminstoffe bereits erfolgreich eingesetzt. Sie haben entzündungshemmende, entwässernde und / oder Blut stillende Effekte. Damit es gar nicht erst zu Problemen kommt, wird eine regelmäßige Zugabe von Huminstoffen empfohlen. 
   2.2.3 - Osmoregulation 
 Auch die Osmoseregulation wird durch Huminstoffe verbessert. In der Regel ist der Salzgehalt in Süßwassertieren höher als in deren Umgebung, und durch den osmotischen Druck strömt permanent Wasser in die Zellen. Die Tiere müssen es mit großem Energieaufwand wieder entfernen, um den Wassergehalt in den Zellen auszugleichen. Diese Energie muss entweder durch eine erhöhte Nährstoffaufnahme aufgebracht werden, oder sie wird von andern wichtigen Funktionen abgezwackt. Tiere wachsen dann z.B. langsamer oder entwickeln sich schlechter. Huminstoffe wirken auf die Kohäsion (Zusammenhangskraft) des Wassers und reduzieren den Energieaufwand für die Osmoregulation erheblich. Weniger Energieaufwand für die Osmoregulation bedeutet eine bessere Nutzung der Ressourcen für Wachstum und Entwicklung. 
   2.2.4 - Vermehrung und Langlebigkeit 
 In wissenschaftlichen Untersuchungen wurde festgestellt, dass verschiedene Wassertiere durch Huminstoffe länger leben und sich besser vermehren. Dies wurde z.B. bei Prachtgrundkärpflingen ( Nothobranchius furzeri ) nachgewiesen, aber auch bei  Wasserflöhen  und anderen wirbellosen Tieren. 
 Als Beispiel nennen wir die Versuche mit dem Fadenwurm  Caenorhabditis elegans , welcher aufgrund seines schnellen Reproduktionszyklus gerne von der Wissenschaft verwendet wird. Den Würmern wurden gleichzeitig mehrere Nahrungsquellen mit unterschiedlichen Huminstoff-Konzentrationen und auch völlig ohne Huminstoffe zur Verfügung hingestellt. Die Würmer wählten immer die Futterquellen mit Huminstoffen in einer leichten bis mittleren Konzentration (5-20 mg/l DOC). Sie gingen also freiwillig zu einem &quot;Stressor&quot;, wurden regelrecht von ihm angelockt, was die Wissenschaftler zunächst verwunderte. Als Ergebnis fand man aber heraus, dass diese Würmer anschließend länger lebten und sich besser vermehrten. Vermutlich liegt das an der hormonähnlichen Wirkung von Huminstoffen und der Aktivierung von bestimmten Genen. 
 Auch bei Zebrabärblingen ( Danio rerio ) zeichnete sich ab, dass schon eine geringe Huminstoffkonzetration eine positive Wirkung auf die Eientwicklung erbrachte. Beim Gelbbarsch ( Perca flavescens ) wurde beobachtet, dass der Schlupferfolg und das die Überlebensrate der Jungtiere besonders hoch waren, wenn der Huminstoffgehalt im Wasser anstieg. 
   2.2.5 - Stressreduzierung 
 Durch Huminstoffe werden zahlreich Stressproteine gebildet, die zu einer Modulierung der Biotransformations- und Antioxidations-Enzyme führen, welche Abwehr- und Bewältigungsmechanismen auslösen und die Tiere &quot;entspannter&quot; werden lassen. 
 Physischer wie psychischer Stress ist für unsere Aquarienbewohner allgegenwärtig. Ob nun durch uns selber, wenn wir uns vorm Aquarium bewegen und dies als potentielle Gefahr wahrgenommen wird, oder durch Aktionen, die wir im Aquarium durchführen, wie z.B.  Wasserwechsel , Pflanzenschnitt, bis hin zum Keschern der Tiere. 
 In sehr zeitaufwändigen Untersuchungen mit jungen Schwerträgern ( Xiphophorus helleri ) in huminstofffreiem Wasser wurde festgestellt, dass die Fische, die regelmäßig mit dem Kescher gefangen und in ein anderes Becken gesetzt wurden, das Wachstum durch den Stress nahezu komplett einstellten. Wohingegen die Kontrollgruppen, selbst jene in den niedrigsten Huminstoffkonzentrationen, eine multiple Stressresistenz entwickelten und trotz täglichem Herausfangen mit dem Kescher so weiter wuchsen, als hätte es diesen Stress nie gegeben. 
 Bei Untersuchungen mit Karpfen entdeckte man weiterhin, dass sie thermischen Stress viel besser wegsteckten, wenn Huminstoffe im Wasser waren. Wenn sich also im Sommer unsere Aquarien gerne mal überdurchschnittlich erwärmen, dann können die Bewohner dies mit Huminstoffen besser bewältigen. 
   2.2.6 - Verbesserung der Mineralstoffaufnahme 
 Besonders in sehr stark huminstoffreichem und mineralarmem Wasser, wie es in der Natur, aber weniger in unseren Aquarien vorkommt, ermöglichen Huminstoffe, dass z.B. Mineralien aufkonzentriert werden können. Das ist für Fische in sehr saurem Wasser essentiell, denn normalerweise dürften sich gar keine Knochenstrukturen bilden, sondern sie müssten sich bei pH Werten von 3-4 sofort wieder auflösen. Durch Huminstoffe können die Tiere aber die mangelnden Mineralien anreichern und so erst existieren. 
 Wie erwähnt ist dies ein Punkt, der für uns Aquarianer nicht sonderlich relevant ist, da wir in der Regel keine solche sauren Milieus in unseren Aquarien haben, aber er sei dennoch kurz erwähnt, da er aufzeigt, wie wichtig Huminstoffe in der Natur sind.&amp;nbsp; 
 Wichtig ist aber noch anzumerken, dass Tiere aus sehr stark huminstoffhaltigen Habitaten wie z.B. solche aus dem Rio Negro oder ähnlichen Flüssen unbedingt auch im Aquarium eine höhere Konzentration an Huminstoffen benötigen. Sie reagierten bei Versuchen besonders negativ auf Huminstoffmangel. 
   3 - Färbung des Wassers 
 Huminstoffe bestehen aus einer Vielzahl verschiedener Stoffe: Polyphenole (sekundäre Pflanzenstoffe), Chinone (Oxidationsprodukte), stabile Radikale (Atome, Moleküle) und viele andere mehr. Noch ist leider nicht entschlüsselt, welche einzelnen Stoffe welche Wirkung bei den Tieren und Pflanzen haben, und daher ist auch nicht klar, ob wir einzeln extrahierte farblose Stoffe für unsere Aquarien verwenden können, die dann dieselben zahlreichen Vorteile bringen wie die &quot;ganzen&quot; Huminstoffe. Dieser Nachweis wird auch noch eine Weile dauern, denn Huminstoffe sind sogenannte Geopolymere, das bedeutet, ihre Zusammensetzung ändert sich von Ort zu Ort und sogar an einem Ort je nach Jahreszeit. Dies macht es so schwierig, ihre Zusammensetzung zu entschlüsseln. 
 Wir können aber die färbende Eigenschaft von Huminstoffen als Hilfe für die Dosierung nutzen. Da sie in jedem Aquarium unterschiedlich schnell verbraucht werden, können wir besser die Zeit zur Nachdosierung abschätzen. Da schon geringe Mengen helfen, die das Wasser noch nicht deutlich sichtbar einfärben, sollte die leichte Färbung im Aquarium ohnehin nicht nachteilig auffallen. 
   4 - Laub und Erlenzapfen 
 Um langfristig Huminstoffe ins Aquarium zu bringen, eignen sich  Laub  und  Erlenzapfen  leider nur bedingt, man müsste sie hierfür auch alle 1-2 Wochen austauschen. Die darin enthaltenen Huminstoffe sind nicht sehr hoch konzentriert. Zwar hat man die ersten Tage einen schönen Effekt mit leicht bräunlichem Wasser. Nach relativ kurzer Zeit sind die Huminstoffe jedoch verbraucht, und es bleibt nur Biomasse im Aquarium, die keine weiteren Huminstoffe abgibt. 
 Dennoch finden wir, dass Blätter und/oder Erlenzapfen eine sehr schöne und natürliche Dekoration im Aquarium sind. Sie werden mit der Zeit von Bakterien zersetzt und vom Besatz gefressen, dem sie wichtige Ballaststoffe und Mineralstoffe liefern. Also, Daumen hoch für diese Dinge, aber um dauerhaft Huminstoffe im Wasser zu haben, muss man anders vorgehen. 
   5 - Huminstoffpräparat selber herstellen 
 Wer gerne mal im Wald unterwegs ist, kann leicht selber ein Huminstoffpräparat herstellen. Einfach z.B. die Streu (Fallaub) von Eiche, Buche oder Ahorn aufsammeln, zu Hause in Wasser einweichen und in einem Mixer zerkleinern, anschließend die &quot;Suppe&quot; durch einen Kaffeefilter laufen lassen. Die gewonnene Flüssigkeit ist reich an Huminstoffen und kann dann tropfenweise ins Aquarium gegeben werden. 
 Wer nicht diese Möglichkeit hat, dem bietet der Handel diverse Huminstoff-Produkte an. 
   6 - Dosierungsempfehlung 
 Huminstoffe sind leider nicht überall gleich, und so haben sicherlich die verschiedenen Produkte am Markt nicht alle den gleichen Grundstoff und somit die gleiche Wirkung. Da allerdings die Dosierung von Huminstoffen weniger wichtig ist als ihre bloße Anwesenheit, kann man vermutlich bei allen Produkten so gering dosieren, dass man nur eine minimale Färbung des Wassers erhält, die kaum wahrzunehmen ist. 
 Huminstoffe werden im Aquarium verwertet und sollten daher regelmäßig nachdosiert werden. 
 Wir empfehlen eine wöchentliche Zugabe, sodass sich das Wasser leicht bernsteinfarbig zeigt. Die leichte Färbung wird in der Regel von Tag zu Tag weniger, nach ungefähr einer Woche ist sie ganz vergangen. Dauert es länger, muss man natürlich auch erst später nachdosieren. Nach Wunsch kann auch höher dosiert werden, ein bräunliches Wasser hat ja auch optisch einen sehr schönen natürlichen Effekt. 
   6.1 - Tiere aus Schwarzwasser 
 Wer Tiere aus richtigen &quot;Schwarzwasser-Habitaten&quot; pflegt, der sollte generell auch Schwarzwasser bei sich im Aquarium herstellen. Diese Tiere benötigen deutlich höhere Konzentrationen an Huminstoffen. 
   6.2 - Achtung Überdosierung 
 Huminstoffpräparate sollten nicht stark überdosiert werden. Bei extrem hohen Huminstoff-Konzentrationen haben sich Nachteile gezeigt. Dies ist aber erst zu erwarten, wenn das Wasser so tief braun ist, dass man die Tiere hinterm Glas nicht mehr sehen kann - und so stark würde ja niemand sein Wasser einfärben. 
   7 - Fazit 
 Alle Tier- und Pflanzenarten in unseren Aquarien leben in ihren Habitaten in huminstoffreichen Gewässern. Sie nutzen die Huminstoffe direkt zu ihrem Vorteil, oder sie nutzen die indirekten positiven Wirkungen.   Huminstoffe  
 
 stabilisieren den pH-Wert 
 die Tiere haben schönere und leuchtendere Farben 
 sie sind gesünder 
 stressresistenter 
 sie wachsen besser 
 sie vermehren sich besser 
 sie leben länger 
 Pflanzen können Nährstoffe besser aufnehmen 
 
 &amp;nbsp; 
 Huminstoffe sollten daher in jedem Aquarium verwendet werden, die Tiere und Pflanzen werden es danken. 
   8 - Carsten Logemann im Interview mit Christian E. W. Steinberg 
    
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   9 - Umweltstress, die lange übersehene ökologische Stellgröße 
 CHRISTIAN E. W. STEINBERG  Humboldt-Universität zu Berlin, Gewässer- und Stressökologie, Arboretum, Späthstr. 80/81, 12437 Berlin  Vortrag auf der wissenschaftlichen Sitzung am 17. März 2015  Abgedruckt in:  Sitzungsberichte der Gesellschaft der Naturforschenden Freunde zu Berlin (Neue Folge) Band 52 (2016), S. 137-163. Mit Genehmigung des Vereins 
 
   
 
  Prof. Dr. Christian E. W. Steinberg  
 Emeritierter Professor für Gewässer- und Stressökologie, Humboldt-Universität zu Berlin, Germany 
 Gast Professor, Kunming Universität für Wissenschaft und Technologie, China 
 Herr Professor Dr. Steinberg schrieb seine Dissertation zum Thema Stickstoffhaltige gelöste organische Substanzen im Schöhsee und in Algenkulturen. Seit 1975 ist er Doktor der Naturwissenschaften und bereits damals wurde auch sein Interesse an Huminstoffen geweckt. 1987 erfolgte die Habilitation für Limnologie (Wissenschaft von Binnengewässern als Ökosystem). Er arbeitete von 1975 bis 1995 an verschiedenen Instituten, die sich mit Umwelt, Gewässerökologie, Ökotoxikologie und Gesundheit beschäftigen. So leitete er unter anderem die Limnologische Abteilung beim Bayerischen Wasserverband, die Abteilung für Angewandte Ökologie beim Frauenhofer Institut für Umweltchemie und Ökotoxikologie und die Abteilung für Aquatische Ökotoxikologie beim Münchner Institut für Ökologische Chemie, dessen Vizedirektor er auch war.  Von 1995 bis 2005 war er Direktor vom Leibniz-Institut für Gewässerökologie und Binnenfischerei und von 1995 bis 2014 lehrte er als Professor an der Humboldt-Universität zu Berlin im Fachbereich Gewässer- und Stressökologie. Herr Professor Dr. Steinberg leitete viele Studien zum Thema Huminstoffe und arbeitete an zahlreichen Forschungsarbeiten mit. Seit 2014 ist er emeritierter Professor und genießt somit mehr oder weniger ruhig den wohlverdienten Ruhestand. 
 
 
  Abstract: Environmental stress, the overlooked ecological driving force.  Humic substances are a major carbon reservoir on Earth and are present in all ecosystems. Humic substances are natural xenobiotic compounds and therefore pose a chemical challenge for aquatic animals that need to reallocating energy to stress defense that could otherwise be used for growth, reproduction or body maintenance. However stress by humic substances can improve the Darwinian fitness of animals, and is an essential prerequisite for them to exist in fluctuating environments. The following examples of physiological and molecular biological effects of humic substances on animals are reviewed here:   - Relative immiscibility of the Baikalian and Palearctic amphipod faunas: Measurements of basic HSP70 levels and HSP70 levels after exposure to a humic substance demonstrated that Baikalian amphipods are more sensitive to humic stress than Palearctic amphipods. This difference in the response to a natural challenge may be one reason for the non-overlapping distribution (“relative immiscibility”) of the Baikalian and Palearctic amphipod faunas.   - Feminization of lower vertebrates: Feminizing activity via the estrogenic and the anti-androgenic pathway appears to be an intrinsic property of humic substances. Exposure to these natural xenobiotics decreases the male-to-female ratio in lower vertebrates and may reduce the maintenance costs for two separate parental bodies. Hence, available energy may be reallocated to reproduction trait.   - Hormetic modulation of life trait variables: From the ecological perspective, hormesis is a mild stress that improves Darwinian fitness rather than a single life-trait variable. Specifically, the mitochondrial hormesis hypothesis states that a certain increase of reactive oxygen production leads to lifespan extension and, in the case of the puddle cladoceran Moina macrocopa, also to increased offspring numbers. This newly discovered phenomenon might act to stabilize populations in fluctuating environments.   - Multiple stress resistance or cross-tolerance: Exposure to humic substances induces a general multiple stress tolerance in exposed animals. Examples include tolerance to predation (netting) stress in fish and osmotic stress in Moina. Furthermore, evidence is accumulating that exposure to humic substances increases the fitness also of other invertebrates, e.g. shrimps and mayflies.   - Transgenerational heritage of stress resistance: One of the most promising strategies to stabilize long-term. 
 &amp;nbsp; 
   9.1 - Umweltstress, die lange übersehene ökologische Stellgröße 
 „Nicht jeder Stress ist wirklich stresshaft“. In einer Zeit, in der sich fast jeder durch die Arbeitsbelastungen und -anforderungen, das alltägliche Tempo oder die familiäre Situation gestresst, unwohl und gesundheitlich eingeschränkt fühlt, klingt dieser Satz provokant. Doch schon der Begründer der modernen Stressforschung, Hans SELYE, unterschied letztlich bereits zwischen Eustress (positivem Stress) und Dysstress (negativem Stress) (SELYE 1936, 1955). Nur der letztgenannte hat Eingang in den allgemeinen Sprachgebrauch gefunden und dadurch den Blick auf wichtige Phänomene stark verengt. Positivem sowie negativem Stress sind aber nicht nur Menschen ausgesetzt, sondern alle Lebewesen, denn selten sind für die betrachteten Organismen alle Umweltfaktoren gleichzeitig im optimalen Bereich. Und bereits jede deutliche Abweichung von der Optimaltemperatur, der Optimalstrahlung, der Optimalfeuchte des Lebensraumes, einem ausreichenden Nahrungs- oder Nährstoffangebot ist bereits ein Stress, auf den der Mikroorganismus, die Pflanze, der Pilz oder das Tier reagieren muss und sehr oft auch erfolgreich reagiert. Sind diese Reaktionen stofflicher Natur, wie bei Pflanzen viele so genannte pflanzliche Sekundärmetabolite, dann können die Produkte sogar zum Beispiel gegen Fressfeinde als so genannte Repellents eingesetzt werden (CLOSE &amp;amp; MCARTHUR 2002). Wenn der gegenseitige „chemische Rüstungswettlauf“ zwischen Pflanzen und Tieren lange genug währte und damit zu einer Koevolution geführt hat, dann können Tiere den ursprünglich nachteiligen Stress in einen fördernden umkehren, wie an der gesundheitsfördernden Wirkung von Polyphenolen, den bekanntesten natürlichen Xenobiotika, erkennbar wird (beispielsweise in Blaubeeren oder Grünem Tee). Dies gilt auch für andere natürliche Xenobiotika, wie Huminstoffen (STEINBERG et al. 2007). (Xenobiotika sind chemische Verbindungen, die einem Organismus fremd sind.) 
       Abb. 1:  Der Baikalsee. Oben: Bucht mit einem Schamanen-Felsen nahe der Siedlung Bolshye Koty. Unten: Durch Huminstoffe braun gefärbte Zuflüsse bei der Bahnstation Polovinnyj, Südost-Baikal. Fotos: Chr. STEINBERG.  
 In allen Böden und Gewässern ist der größte Teil der organischen Kohlenstoffverbindungen nicht in Organismen festgelegt, sondern im Detritus, der in Gewässern zumeist in gelöster Form vorliegt (WETZEL 2001). Der größte Anteil des gelösten Detritus wird von Huminstoffen gestellt, von denen Gewässerökologen irrigerweise annahmen, sie seien inert. Huminstoffe sind natürliche Xenobiotika. Seit geraumer Zeit liegen Belege dafür vor, dass sie - wenn auch meistens in abgeschwächter Form - gleichwohl dieselben Stressabwehr-Reaktionen hervorrufen wie synthetische Xenobiotika (z. B. Pestizide, Industriechemikalien) (STEINBERG et al. 2003). Denn Huminstoffe besitzen eine Vielzahl von reaktiven Gruppen, und die kleineren Moleküle können von Organismen aufgenommen werden, denn ihre Größe liegt um 0,5 kDa (REEMTSMA &amp;amp; THESE 2005). Folgt man den gängigen Toxikologie- und Ökotoxikologie-Lehrbüchern, sollte man annehmen, dass bewegliche Tiere derartige Umwelten meiden, da Abwehrreaktionen gegen jede Form von Xenobiotika Energie benötigt (CAZENAVE et al. 2006), also ein Stress ist. Und warum sollten die Tiere unnötigerweise Energie verschwenden? Sie tun es, und wir werden auf dieses scheinbar widersinnige Verhalten noch ausführlich zu sprechen kommen. 
       Abb. 2:  Gammariden aus dem Baikal-Gebiet. Oben: Gammarus lacustris, eine der wenigen paläarktischen Arten im Gebiet (rd. 1,5 cm groß). Mitte: Eulimnogammarus verrucosus Gerstf., eine endemische Art im Baikal (rd. 5 cm groß). Unten: Eulimnogammarus cyaneus Dyb., eine weitere endemische Art (rd. 1,2 cm groß). Fotos: Vasiliy V. PAVLICHENKO, Irkutsk, Russland.  
 Doch zuvor ein anderes Beispiel, in dem Huminstoffe tatsächlich als negativer Stressor auftreten könnten. Dieser negative Stress könnte nämlich der Mechanismus sein, der der Nichtmischbarkeit der endemischen Baikal-Fauna mit der umliegender Gewässer zugrunde liegt. Der größte und älteste Süßwassersee der Welt, der Baikalsee (Abb. 1), beherbergt eine Vielzahl von Tierarten, die nur dort vorkommen. Zum Beispiel kommen von den rund 400 Süßwasserarten der Amphipoden auf der Welt allein rund 350 nur im Baikal vor (Abb. 2). Von diesen verlassen nur sehr wenige Arten den See über die Angara, den reißenden Abfluss des Sees. So bilden nicht mehr als 20 Arten bei Irkutsk noch stabile Populationen, mit weiter abnehmender Tendenz (PROTOPOPOVA et al. 2014, mit Verweisen auf die russischen Originalarbeiten). Die umliegenden Gewässer sind mit der vergleichsweise artenarmen paläarktischen Amphipoden-Fauna ausgestattet, deren häufigster Vertreter Gammarus lacustris Sars ist (Abb. 2). 
 Warum wandern die paläarktischen Amphipoden nicht in den Baikal und bilden dort stabile Populationen? Mit Sicherheit werden sie aus Kleingewässern eingeschwemmt, die mit dem Baikal durch Fließgewässer verbunden sind; doch werden sie in dessen Litoral rasch Beute der dort lauernden großen, farbigen Amphipoden, wie dem Eulimnogammarus verrucosus, der rund dreimal größer als der einwandernde G. lacustris ist. Der größere frisst stets den kleineren, wie BEREZINA (2009) empirisch nachwies. War diese Frage noch leicht zu beantworten, so bereitete die Antwort auf die umgekehrte Frage einiges Kopfzerbrechen: Warum sind so wenig Amphipoden des Baikals in der Lage, sich außerhalb des Sees zu behaupten? Vergleicht man das Wasser des Baikals allein durch optische Inspektion, dann fällt seine fast vollständige Farblosigkeit auf. Es ist fast wie destilliertes Wasser, während die Kleingewässer im Einzugsgebiet und die Zuflüsse zum Baikal gelblich bis bräunlich gefärbt sind (Abb. 1). Die entsprechenden Huminstoff-Analysen sind bei PROTOPOPOVA et al. (2014) zu finden. Diese zeigen auf, dass selbst recht farblose Kleingewässer im Einzugsgebiet noch mehr als doppelt so viele Huminstoffe wie der Baikal selbst enthalten. Ein erster Test mit Amphipoden aus der Tiefe im Vergleich mit denen aus dem Litoral des Baikal erbrachte, dass die Tiefenarten auf Huminstoff-Stress nicht ausreichend flexibel reagierten (TIMOFEYEV &amp;amp; STEINBERG 2006). Aufgrund der geringen physikalischen und chemischen Fluktuationen in ihrem Lebensraum hatten sie den Abwehrmechanismus gegen Stresssituationen quasi aus Kostengründen verkümmern lassen - ein durchaus gängiger Mechanismus bei Tieren in sehr stabilen Umwelten (STEINBERG 2012). 
 Bei biochemischen und biomolekularen Variablen traten in der Tat bei G. lacustris auf der einen Seite und den Baikal-Arten auf der anderen Seite deutliche Unterschiede zutage. Während G. lacustris auf die Exposition gegen Huminstoffe mit verstärkter Transkription und Produktion des Stressproteins (heat shock proteins) 70 (HSP70) und mit erhöhter Transkription eines Exporterproteins reagierte, das aufgenommene Huminstoffe rasch wieder aus dem Körper transportieren kann, passierte bei den Baikal-Arten entweder gar nichts oder sie reduzierten sogar die Transkription dieser Gene (PROTOPOPOVA et al. 2014). Es steht deshalb zu vermuten, dass weitere Stressoren in der fluktuierenden Umwelt außerhalb des Baikals von seinen endemischen Amphipoden nicht verkraftet werden können. Dies ist einer von sicherlich mehreren Mechanismen für die relative Nichtmischbarkeit der beiden Faunen. 
   9.2 - Huminstoffe fördern Weiblichkeit 
       Abb. 3:  Fische in der Lagoa Atoleiro, Macaé, Staat Rio de Janeiro, Brasilien. Oben: Die erste Bestandsaufnahme erbrachte 2007 Individuen des Roten von Rio und des Augenfleck-Kärpflings. Foto: Chr. STEINBERG. Unten: Geschlechterverhältnis bei den Überlebenden der jungen Augenfleck-Kärpflinge (Poecilia vivipara) nach 120-tägiger Exposition gegen steigende Huminstoff-Konzentrationen (Angaben in mg L -1  DOC von Huminstoffen aus der Lagoa Atoleiro). Die Buchstaben a und b zeigen Geschlechterverhältnisse an, die signifikant von 1:1 abweichen (PETRY, SUHETT, CORREIA, FARJALLA &amp;amp; STEINBERG, unveröffentlicht).  
 In der verfügbaren Literatur wurde gelegentlich berichtet, dass Exposition von Huminstoffen bei niederen Wirbeltieren das Geschlechterverhältnis beeinflusst und zu einem Überschuss an Weibchen in den betroffenen Populationen führt. Zwischenzeitlich konnte dies über biomolekulare Ansätze zweifelsfrei nachgewiesen werden, und zwar entfalten Huminstoffe sowohl östrogene als auch anti-androgene Aktivitäten (LUTZ et al. 2005, HERMELINK et al. 2010, BITTNER et al. 2012). Histologisch konnte die Förderung des weiblichen Anteils von Nachkommen unter anderem bei dem Schwertträger Xiphophorus helleri Heckel (MEINELT et al. 2004) und dem Krallenfrosch Xenopus laevis Daudin (LUTZ et al. 2005) nachgewiesen werden. Allerdings waren die Huminstoff-Konzentrationen, die letztlich das weibliche Geschlecht überwiegen ließen, so hoch, dass sie selbst für die meisten an Huminstoffen reichen Gewässer unrealistisch waren. 
  1  DOC =  D issolved  O rganic  C arbon, gelöster organischer Kohlenstoff, ist das analytische Maß u. a. für aquatische Huminstoffe. 
 Deshalb wurde jüngst ein ähnlicher Versuch mit frisch geborenem Nachwuchs des Augenfleck-Kärpflings (Poecilia vivipara Bloch &amp;amp; Schneider) und autochthonen Huminstoffen durchgeführt. Diese Kärpflingsart ist neben dem Salmler Roter von Rio (Hyphessobrycon flammeus Myers) eine der wenigen Fischarten, die die sauren Lebensbedingungen in der Lagoa Atoleiro (pH um 3.5) ertragen können (Abb. 3). Da die Huminstoff-Gehalte (200-250 mg -1  DOC) dieser Lagune ausreichend hoch waren, konnten die Expositions-Konzentrationen durch Verdünnung hergestellt und deshalb mögliche Artefakte durch Aufbereitung vermieden werden 1 . Diese Huminstoff-Exposition der frisch geschlüpften Kärpflinge führte zu einer eindeutigen Verschiebung des Geschlechter-Verhältnisses zugunsten der Weibchen (Abb. 3). Die effektive Konzentration lag bei 120 mg L -1  DOC, damit zwar innerhalb des Konzentrations-Bereiches der Lagoa Atoleiro, aber deutlich über den DOC-Konzentrationen der meisten Gewässer auf der Welt, die selten 10 mg L -1  DOC überschreiten (WETZEL 2001). Gleichwohl scheint sich die verweiblichende Aktivität der Huminstoffe (LUTZ et al. 2005, BITTNER et al. 2012) auch allgemein in Tieren niederzuschlagen, denn bei dem Nematoden Caenorhabditis elegans Maupas konnte nach Huminstoff-Exposition stets eine Transkription des vit-6-Gens beobachtet werden (Abb.4). Das Gen vit-6 kodiert für einen Vorläufer des Dotterproteins und zeigt somit die Bildung von Eiern an, also Verweiblichung. Aus diesem Grunde sei es nachfolgend erlaubt, die Sinnhaftigkeit des Überwiegens von Weibchen in realen Populationen kurz zu diskutieren. 
       Abb. 4:  Relative Expression des vit-6-Gens in Caenorhabditis elegans bei Exposition gegen 25 mg L -1  DOC verschiedener Huminstoffe aus Seen im Berliner Umland, einem Boden-Isolat (Huminat) und einer synthetischen Substanz (HS1500®). NOM = Natural Organic Matter, gelöste organische Substanzen, isoliert durch Umkehrosmose und nicht aufgetrennt in verschiedene Fraktionen. Zunahmen der Transkripte von &amp;gt;1,7- fach wurden als signifikant angesehen. Normalisierung erfolgte mit dem Referenzgen act -1  (WILD, STAUDACHER, MENZEL &amp;amp; STEINBERG unveröffentlicht).  
 Bei einem Geschlechterverhältnis von 1:1 werden mehr oder weniger gleich viele Ressourcen zur Produktion von Nachkommen aufgewandt, was im Allgemeinen als stabile evolutionäre Strategie angesehen wird (FISHER 1930, CONOVER &amp;amp; VAN VOORHEES 1990). Doch trifft diese theoretische Betrachtung tatsächlich in der realen Welt zu? Natürlicherweise sind viele Fischpopulationen durch Weibchen dominiert, ohne dass die Mechanismen bisher im Detail verstanden sind (BOHLEN et al. 2008). Entgegen des theoretischen Postulats scheint die Rekrutierung von Nachwuchs in realen Populationen selten unter dem „nicht ausgewogenen“ Geschlechterverhältnis zu leiden (ROOD &amp;amp; REZNICK 1997, BOHLEN et al. 2008), es sind vielmehr meist anthropogene Eingriffe, die zum Einbruch in Fischpopulationen führen. Warum sollte auch das Geschlechterverhältnis die Ursache sein? Es gibt eher Argumente, die für eine Stabilisierung der Population durch das „nicht ausgewogene“ Geschlechterverhältnis sprechen, insbesondere in solchen Gewässern, deren Tragfähigkeit sehr begrenzt ist wie in den Braun- und Schwarzwässern. Deren Primärproduktion ist nämlich vergleichsweise gering (JÖNSSON et al. 2012); und warum sollte sich, um es anthropozentrisch auszudrücken, solch ein System den Luxus erlauben, zwei Geschlechter in gleichen Individuendichten zu halten, um Nachwuchs zu produzieren? Ist es dagegen nicht sinnvoller, die wenige vorhandene Energie bevorzugt dem Geschlecht zukommen zu lassen, das für die Aufrechterhaltung der Population das wichtigere ist? Um eine ausreichende Rekombination innerhalb einer Population sicherzustellen, dürfte das Geschlechterverhältnis durchaus von 1:1 abweichen, wenn die verfügbare ökosystemare Energie überwiegend in die Weibchen geht und der Luxus, zwei unabhängige Körper unterschiedlichen Geschlechts aufrechtzuerhalten und die Männchen nur für die Reproduktion vorzuhalten, minimiert wird. Diese Annahme wird noch dadurch unterstützt, dass Weibchen meistens die Nahrung effektiver verwerten können als Männchen (z. B. PANDIAN 1970). 
   9.3 - Steigerung von Nachkommenzahl und Lebensdauer durch Huminstoff-Stress 
       Abb. 5:  Attraktionstest mit C. elegans. Den Nematoden wurden Bakterienhaufen angeboten, die abwechselnd mit und ohne zwei unterschiedlichen Huminstoffen versehen waren. Nach einer gewissen Zeit wurden die Nachkommen ausgezählt. Die meisten Nachkommen waren auf den Huminstoff-Haufen zu finden (aus MENZEL et al. 2005, mit Genehmigung der American Chemical Society).  
 Die Aussage, dass ein Huminstoff-Stress nur negativ ist, gilt nicht für alle Tiere, wie das Amphipoden-Beispiel vermuten lässt. Viele Tiere, vor allem jene, die in fluktuierenden Umwelten leben, haben aus dem Stress durch Huminstoffe einen Vorteil für sich gezogen. Sie geben Energie zur Stressabwehr durch Huminstoffe aus, gewinnen aber dadurch für ihre Population wichtige Vorteile. Im Folgenden seien einige dieser Vorteile aufgeführt 2 . So war es bei C. elegans, denn er zog eindeutig die stresshafte, huminstoffhaltige Umwelt den nackten Laborumwelten vor, die er (in einem nicht dargestellten Versuch) aktiv aufsuchte und dort bevorzugt seine Nachkommen in die Welt entließ (Abb. 5). Auf den Bakterienhaufen mit Huminstoffen wurden bis zu 50% mehr Nachkommen gefunden als auf den huminstofflosen. Bemerkenswert an diesem Versuch war ferner, dass neben etlichen Stressgenen besonders olfaktorische und chemosensorische Gene herauf reguliert waren. Das zeigt, dass C. elegans diese Umwelt wahrnahm, um sich dorthin zu begeben. Warum legte der Nematode diese scheinbar widersinnige Verhaltensweise an den Tag, bei der Energie zur Stressbeseitigung aufgewandt werden musste? Welchen Gewinn trug er davon? Und gibt es weitere Beispiele für ähnliches Verhalten? 
       Abb. 6:  Anzahl der Nachkommen pro Wurm in zwei unabhängigen Ansätzen mit unterschiedlichen Huminstoff-Präparaten: Abwasser-Fulvosäure (FA), Boden FA, Hochmoor-Ultrafiltrat (UF), Niedermoor-UF, Abwasser-FA sowie Grundwasser-FA (aus HÖSS et al. 2001, mit Genehmigung von John Wiley &amp;amp; Sons).  
 Die ersten Hinweise über Vorteile durch „Huminstoff-Stress“ kamen von C. elegans-Kulturen, die offensichtlich unter suboptimalen Bedingungen gehalten wurden, denn die Hermaphroditen reproduzierten im gesamten Leben nur 50 bis 100 Nachkommen (HÖSS et al. 2001) (Abb. 6), während die maximale Reproduktionsrate sonst zwischen 250 bis knapp 300 Nachkommen liegt (SAUL et al. 2010). Wurden nun in der ersten Versuchsserie die Tiere gegen Huminstoffe unterschiedlicher Herkunft und Präparation exponiert, nahmen bei vielen (allerdings nicht bei allen Präparaten) die Nachkommenzahlen deutlich zu (HÖSS et al. 2001). Das Präparat aus einem Hochmoorsee im Schwarzwald führte zu einer eindeutigen hormetischen Dosis-Wirkungsbeziehung 3 . Die Situation dieses Versuches dürfte der Lage der Tiere in der realen Umwelt nahekommen: Nahrung wird hier mit Sicherheit weniger üppig angeboten als in optimierten Laborversuchen. Dies bedeutet, dass der beobachtete Effekt einer Fertilitätssteigerung durch Huminstoff-Exposition in Freilandpopulationen durchaus auftreten kann und durch die Erhöhung der Nachkommenzahlen zu einer nachhaltigen Stärkung der Population in ihrem Lebensraum beiträgt. 
  2  In unseren Versuchen haben wir oft mit synthetischen Huminstoff-Präparaten gearbeitet, und zwar aus zwei Gründen: (1) weil wir eine mögliche Kontamination von Huminstoffen aus der Umwelt ausschließen wollten und (2) weil eine gleichbleibende Qualität für die anstehenden Versuche gewährleistet sein sollte. Die Charakterisierungen dieser Präparate ist MEINELT et al. (2007) zu entnehmen. 
  3  Hormesis (von Altgriechisch „hormáein“ = Anstachelung) ist dosisabhängiger Umkehreffekt und besagt somit, dass eine niedrige Dosis eines Stressors in Organismen die entgegengesetzte Reaktion im Vergleich zu einer hohen Dosis auslöst. Mit seiner klassischen Formulierung „Alle Dinge sind Gift, und nichts ist ohne Gift; allein die Dosis macht‘s, dass ein Ding kein Gift sei“ wird angenommen, dass bereits der Schweizer Arzt PARACELSUS (1493-1541) auf das Phänomen der Hormesis hingewiesen hat. Nach heutigen wissenschaftlichen Kriterien wurde dieses Wirkprinzip erstmals von Rudolf VIRCHOW in Würzburg beschrieben (HENSCHLER 2006) und nicht von dem Berliner Homöopathie-Jünger Hugo SCHULZ - wie es leider in zugänglichen lexikalischen Werken zu lesen ist -, der sicherlich durch seine esoterische Haltung die wissenschaftliche Bearbeitung dieses Phänomens desavouierte und verzögerte. 
       Abb. 7:  Lebensspannen von C. elegans, der gegen ein Huminstoff-Präparat exponiert wurde. Die mittlere Lebensspanne wird in hormetischer Weise verlängert (aus STEINBERG et al. 2007, mit Genehmigung der Northeastern University, Boston, MA).  
 Unter den Bedingungen des Huminstoff-Stresses wurde auch die Lebensdauer als bedeutende Lebensvariable beeinflusst, und zwar ebenfalls in hormetischer Weise. Huminstoff-Konzentrationen von 2,5 bis 10 mg L -1  DOC (0,2 bis 0,83mM DOC) verlängerten die Lebensspanne von C.elegans signifikant, während die höchste angewandte Expositions-Konzentration von 25 mg L -1  (2,08 mM DOC) diese nicht modulierte, sondern gleiche Ergebnisse wie in der Kontrolle lieferte (Abb. 7). Hormesis wurde lange Zeit vereinfacht als „adaptive Anpassung“ (adaptive response) an Stresssituationen aufgefasst, mit der sich ein Organismus unter Stress quasi auf eine spätere Stresssituation vorbereitet (CALABRESE &amp;amp; BALDWIN 2002). Nach neueren Ergebnissen ist diese Auffassung in dieser Einfachheit nicht mehr gültig, denn Transkriptionsanalysen an verschiedenen Tieren zeigen vermehrt, dass bei niedrigen und hohen Expositionsdosen unterschiedliche Regulationswege an- und abgeschaltet werden (CELORIO-MANCERA et al. 2011, CALABRESE 2013, STEINBERG et al. 2013). 
       Abb. 8:  Körpergröße, Lebensspanne und Reproduktion von Moina macrocopa, abhängig von steigenden Temperaturen und steigenden Huminstoff-Konzentrationen (Angaben in mM DOC). * zeigen signifikante Unterschiede zur jeweiligen Gruppenkontrolle ohne Huminstoffe an (aus ENGERT et al. 2013, mit Genehmigung von Elsevier).  
 Das beobachtete Phänomen, nämlich dass unter Stress die Lebensspanne verlängert werden kann, ist populationsbiologisch bei Tieren, die während ihres Lebens nur eine begrenzte Reproduktionsphase erleben - wie bei C. elegans - nicht von Bedeutung. Anders ist es bei solchen, die sich ihr Leben lang reproduzieren können. Zu letzteren gehören die Cladoceren, von denen der Große Wasserfloh (Daphnia magna Straus) und der Japanische Kugelwasserfloh (Moina macrocopa Straus) diesbezüglich untersucht wurden. Bei beiden Arten trifft man selbst bei absterbenden Muttertieren noch auf lebensfähige Jungtiere im Brutraum. Bei M. macrocopa zeigte sich am deutlichsten, dass leichter Umweltstress sehr förderlich ist, und zwar auf die hinsichtlich der Populationsdynamik wichtigste Variable, nämlich die Reproduktion. Hierzu wurde als erster Schritt über den antioxidativen Status ermittelt, welches die Optimaltemperatur war. Heraus kam 20 °C, denn hier war der oxidative Stress am geringsten (ENGERT et al. 2013). Temperaturen sowohl oberhalb als auch unterhalb dieses Optimums verminderten das antioxidative Potenzial, erhöhten somit den internen oxidativen Stress. Erwartungsgemäß sollten sich bei dieser Temperatur die interessierenden Lebensvariablen manifestieren. Diese Erwartung traf zwar für Körpergröße und Lebensspanne zu, aber nicht für die Reproduktion während der Lebenszeit. Diese war bei 25 °C, somit bei leichtem oxidativen „Stress“ am besten und wurde noch gesteigert, wenn ein zweiter Stressor in Form von gelösten Huminstoffen hinzugefügt wurde. Je höher die Huminstoff-Konzentration wurde, desto besser reproduzierten die Moina-Weibchen (Abb. 8). Bei der höchsten Konzentration war die Reproduktion bei 25 °C rund dreimal so hoch wie bei dem Temperaturoptimum von 20 °C. Dieser erstaunliche Befund lässt sich mit der aufkommenden Mitohormesis-Hypothese (SCHULZ et al. 2007) erklären, nach der ein gewisses Niveau an reaktivem Sauerstoff lebensnotwendig ist, das zur Kommunikation innerhalb von und zwischen Zellen dient. Oder anders herum: Werden Organismen Antioxidantien in zu hohen Dosen zugeführt, dann sind diese nicht nur unnütz, sondern es treten deutlich schädliche Effekte auf, wie verzögerte Erholung nach körperlicher Anstrengung (RISTOW &amp;amp; SCHMEISSER 2014). In dem Japanischen Kugelwasserfloh M. macrocopa, der in stark fluktuierenden kleinen Gewässern lebt, führt die Mitohormesis zu einer nachhaltigen Behauptung der Population mittels der deutlich erhöhten Vermehrungsrate unter Stress. 
   9.4 -  Moina macrocopa  kann nach Umweltstress Nachkommenzahl und Stresstoleranz erhöhen 
       Abb. 9:  Zwei Küstenlagunen im Staate Rio de Janeiro, Brasilien. Oben: Lagoa Comprida (um 50 mg L -1  DOC) mit Atlantischem Ozean im Vordergrund. Foto: Romulo CAMPOS, Rio de Janeiro. Unten: Teil der Lagoa Atoleiro (200 bis 250 mg L -1  DOC). Foto: Chr. STEINBERG.  
 Die kurzlebige Moina war ein sehr geeigneter Kandidat für nachfolgende Versuche, die weitere Wirkungen des Huminstoff-Stresses und mögliche Mechanismen herausarbeiten sollten. Die von uns verwendete Art und nahe verwandte Arten leben unter anderem in Küstenlagunen des Staates Rio de Janeiro. Dies sind huminstoffreiche Flachgewässer, in die bei Sturm der Atlantik mit seiner Salzfracht einbricht (Abb. 9). Für die nachhaltige Existenz von Tieren in diesen Gewässern ist es essenziell, dass die diversen Stressoren wie stark fluktuierende Temperaturen oder erhöhter osmotischer Stress ertragen werden. Die Arbeitshypothese war, dass Huminstoffe und Organismen sich gemeinsam entwickelt hatten, sodass genügend Zeit blieb, dass die ursprünglich durch die natürlichen Xenobiotika gestressten Tiere diesen Stress in eine positive Leistung für sich umkehren konnten - im Gegensatz zu synthetischen, vom Menschen in die Umwelt eingebrachten, die überwiegend schädigend wirken. Mit anderen Worten, die Huminstoffe könnten als Trigger für eine breite Resistenz in den Tieren wirken, die unter Umständen sogar an nachfolgende Generationen weitergegeben werden könnte. Damit wäre sichergestellt - ohne dass eine Mutation nötig wäre -, dass sich Populationen rasch an Umweltfluktuationen anpassen und weitgehend nachhaltig im Ökosystem behaupten könnten. 
       Abb. 10:  Länge (a) und Alter (b) bei der ersten Brut (Primipara) von Moina macrocopa, Gesamtzahl der Nachkommen pro Weibchen (c) und Anteil neonater Männchen (d) entlang eines Huminstoff-Gradienten (Atoleiro-DOC). Unterschiedliche Kleinbuchstaben über den Säulen zeigen signifikante Unterschiede an (aus SUHETT et al. 2011, mit Genehmigung von Springer).  
 Die Exposition von M. macrocopa gegen Huminstoffe aus der Lagoa Atoleiro ließ die Tiere besser wachsen (Abb. 10a) und tendenziell mehr Nachkommen bekommen (Abb. 10c), veränderte aber nicht die Zeit, die die weiblichen Tiere bis zur ersten Brut benötigten (Abb. 10b). Das heißt, dass das verstärkte Wachstum nicht durch einen Nachteil in einer anderen Lebensvariablen erkauft wurde. Die höchsten Expositionskonzentrationen wirkten, gemessen an den Nachkommenzahlen und dem Geschlechterverhältnis, tendenziell toxisch. Jede Exposition gegen Huminstoffe erhöhte den Anteil von Männchen unter den Neonaten (Abb. 10d). Männchen werden benötigt, um Dauereier zum Überdauern einer besonderen Stresssituation zu produzieren. Dies kann eine der möglichen Taktiken zur Existenz der Populationen in stark fluktuierenden Umwelten sein. 
       Abb. 11:  Überlebenskurven von M.macrocopa-Weibchen entlang eines Huminstoff-Gradienten (Atoleiro-DOC, in mgL -1 ). * neben den Konzentrationsangaben zeigt signifikante Unterschiede zur Kontrolle an (aus SUHETT et al. 2011, mit Genehmigung von Springer).  
 In einer geschützten Umwelt, also ohne Prädatoren, leben Weibchen normalerweise länger als Männchen. Männchen und Weibchen sind bis zum Ableben in der Lage, Dauereier zu produzieren. In einer Arbeit mit Daphnia magna war ermittelt worden, dass unter Huminstoff-Stress die Männchen ihre Lebensspanne verlängerten (EUENT et al. 2008). Dadurch wird die Gelegenheit zur Produktion von Dauereiern zeitlich erweitert und die Chance vergrößert, dass die Population langfristig erhalten bleibt. Wahrscheinlich gilt Ähnliches auch für Moina, wurde bislang aber nicht untersucht. 
 Erwartungsgemäß wuchsen huminstoffexponierte Moina besser als Tiere in huminstofffreiem Medium, und zwar wiederum entsprechend einer hormetischen Dosis-Wirkungs-Beziehung (Abb. 11). Mit Huminstoff-Konzentrationen bis 20 mg L -1  DOC lebten die Tiere im Mittel bis zu 30 % länger als nicht exponierte Tiere. 
       Abb. 12:  Überlebenskurven von salz-gestressten M. macrocopa-Weibchen. Eine Gruppe wurde gegen Huminstoffe (Atoleiro-DOC) vorexponiert (SUHETT &amp;amp; STEINBERG unveröffentlicht).  
 Wie verhielten sich die Tiere nun, wenn ein Einbruch des Atlantischen Ozeans simuliert wurde? Dazu wurde vor der Salz-Exposition eine Exposition gegen Huminstoffe vorgenommen (Abb. 12). Salzexposition verkürzte deutlich die Lebensdauer von M. macrocopa auf im Mittel rund 10 Tage. Wurden die Tiere nun gegen Huminstoffe vorexponiert, dann wurde der osmotische Stress ertragen und die Tiere lebten so lange wie in der unbelasteten Kontrolle. Es hatte sich eine multiple Stresstoleranz (oder Kreuztoleranz) herausgebildet. 
       Abb. 13:  Relative Transkription von zwei stress-responsiven Genen, dem Catalase-Gen und dem Heat-Shock-Protein-60-Gen, im Großen Wasserfloh, der mit Backhefe gefüttert wurde. Wurde er zusätzlich gegen 0,04 mM DOC eines Huminstoffes exponiert (gekennzeichnet mit +), erhöhte sich die Gentranskription deutlich (modifiziert nach STEINBERG et al. 2010, mit Genehmigung von Springer).  
 Diese Kreuztoleranz ermöglicht es Moina, in den stark fluktuierenden und stresshaften Küstenlagunen dauerhaft Populationen aufzubauen. Nach allen bisher vorliegenden Berichten ist der häufigste Mechanismus der Kreuztoleranz die Erhöhung von Stressproteinen (STEINBERG 2012). Dieser Mechanismus scheint auch bei den Cladoceren Gültigkeit zu haben, wie an Daphnia magna nachgewiesen wurde (STEINBERG et al. 2010). In diesem Versuch wurden die Wasserflöhe nur mit Backhefe gefüttert, was selbst schon zu verminderter antioxidativer Kapazität (einem oxidativen Stress) führte. Wurden die Tiere zusätzlich gegen 0.04 mM DOC eines Huminstoff-Präparates exponiert - eine durchaus auch für so genannte Klarwasserseen relevante Konzentration -, dann wurde die Gentranskription signifikant verstärkt (Abb. 13). HSP60 ist das Äquivalent in D. magna zu HSP70 in anderen Tieren und das universelle Stressprotein, das auf fast alle umweltbezogene und interne Stressoren reagiert und eine wesentliche Rolle im „gesunden“ Altern spielt (STEINBERG 2012). 
 Derartige durch Huminstoffe vermittelte Kreuztoleranzen wurden zwischenzeitlich mehrfach nachgewiesen. Extreme Beispiele kommen aus einem australischen Bergbaugebiet, in dessen Wasser Eintagsfliegen-Larven sowie Süßwassergarnelen (Caridina sp.) Säure aus den Abraumhalden (acid mine drainage) dank der Huminstoffe überleben (HOLLAND et al. 2014a, b). 
   9.5 - Durch Huminstoff induzierte Kreuztoleranzen sind nicht auf Wirbellose beschränkt 
       Abb. 14:  Gewichtsentwicklung von Schwertträger-Jungtieren (Xiphophorus helleri) (modifiziert nach MEINELT et al. 2004, mit Genehmigung von Springer).  
 Ein weiteres Beispiel für eine Kreuztoleranz, die durch Huminstoffe hervorgerufen wurde, ist die Gewichtsentwicklung von Schwertträger-Nachwuchs (Xiphophorus helleri). Die frisch entlassenen Neugeborenen wurden in vier gleich große Gruppen unterteilt und gegen steigende Konzentrationen von Huminstoffen exponiert. Um die 10. Woche herum wurden die Tiere zwei Wochen lang einem starken Behandlungsstress unterworfen, sie wurden nämlich intensiv mit dem Kescher gejagt und umgesetzt. Dies kann mit einem intensiven Prädationsdruck gleichgesetzt werden. Die Kontrolltiere erholten sich nach dieser Tortur nicht mehr, denn ihre Gewichtszunahme war nur minimal (MEINELT et al. 2004). Waren aber Huminstoffe im Wasser vorhanden, dann setzte sich die Gewichtszunahme nach dem physikalischen Stress ungebremst fort (Abb. 14). Interessant ist, dass selbst die niedrigste Konzentration in dieser Serie (5 mg L -1  DOC) schon wirkte. In dieser Serie war keine Konzentrationsabhängigkeit der Wirkung erkennbar, sondern die Wirkung schien sich nach dem Alles-oder-Nichts-Prinzip zu vollziehen, wenn eine Mindestkonzentration im Wasser vorhanden war. Die niedrigste Konzentration im Versuch reicht offensichtlich aus, die Antistress-Antwort, wahrscheinlich die Produktion von HSP70, hervorzurufen. Diese ihrerseits wäre eine unspezifische Antwort auf eine Vielzahl von Stressoren, sodass sie nicht nur gegen Huminstoff-Expositionen, sondern auch selbst gegen das Gejagtwerden wappnet. Gejagtwerden kann letal enden, ist somit eine der härtesten Stresssituationen, die für ein Tier überhaupt denkbar ist. - Diese Ergebnisse wurden auf einer Tagung von Aquarien-Geschäftsleuten vorgetragen, die nachfolgend ihre Aquarien (einschließlich Verkaufsaquarien) kaum sichtbar mit Huminstoffen anreicherten (vergleichbar mit der 5 mg L -1 -Variante). Der Erfolg war, dass die Ausfälle durch Tod in den Verkaufsaquarien deutlich minimiert werden konnten. 
   9.6 - Stresstoleranz pflanzt sich transgenerational fort 
       Abb. 15:  Erhöhung der Körpergröße (oben) und der Nachkommenzahlen (unten) bei salzexponierten Moina macrocopa-Weibchen, wenn deren Mütter gegen Huminstoffe exponiert waren (oben: aus SUHETT et al. 2011, mit Genehmigung von Springer; unten: aus DACHSEL 2012).  
 Besteht bereits in der individuellen Ausbildung von Kreuztoleranzen nach einem Stressor ein großer Vorteil für die augenblickliche Population, so potenziert er sich, wenn diese Toleranzen an nachfolgende Generationen weitergegeben werden können, ohne dass letztere selbst erst gestresst werden müssen oder gleichsam auf eine zufällige und damit ungerichtete Mutation zur Erhöhung der Stresstoleranz &quot;warten&quot; müssten. Ein Abwehrmechanismus, der gerichtet gegen den primären Stressor erworben wurde, gegen weitere Stressoren wappnet und sogar noch an nachfolgende Generationen weitergegeben werden kann, so lange die stresshafte Umwelt existiert, ist deutlich von Vorteil. Derartige Phänomene traten nach Huminstoff-Stress bei M. macrocopa tatsächlich auf und ließen sich aufgrund ihrer kurzen Generationsdauer gut verfolgen (SUHETT et al. 2011). Wuchsen huminstoffexponierte Moina-Weibchen bereits besser als in Kontrollen (Abb. 10a), so pflanzt sich dieser Effekt auf deren Töchter fort (Abb. 15). Doch damit ist hinsichtlich einer Populationsstabilisierung noch nichts gewonnen. Bei diesem Ansatz war durch das verwendete Expositions-Szenario nicht sicher, ob die Brut selbst durch die Huminstoffe imprägniert wurde oder ob sie Stressproteine von den Müttern erhalten hatte, die dauerhaft gegen Huminstoffe exponiert waren. In einem späteren Versuch (DACHSEL 2012) wurde zwischen der Huminstoff-Exposition der Mütter und den Töchtern, die auf Stressresistenz untersucht wurden, zwei Bruten abgewartet. Da die Produktion von Stressproteinen sehr energieaufwändig ist, war die Annahme, dass die Mütter in der Zeit der Nicht-Exposition die HSP-Produktion herunterfahren und gegebenenfalls die Kreuztoleranz epigenetisch weitergeben. Das Ergebnis bestätigt die positiven Effekte der Huminstoff-Exposition sehr deutlich: In zwei unabhängigen Versuchen reproduzierten salzexponierte Moina-Weibchen signifikant mehr, wenn ihre Mütter zuvor gegen Huminstoffe exponiert waren (Abb. 15). Auf diese Weise wird die Population nachhaltig gesichert. 
       Abb. 16:  Erhöhte Methylgehalte am Cytosin vor Guanin in Daphnia magna und Moina macrocopa nach Exposition gegen Huminstoffe (aus MENZEL et al. 2011, mit Genehmi- gung von Elsevier).  
 Welcher Mechanismus kann nun für die epigenetische Vererbung dieser Kreuztoleranz verantwortlich sein? Einer der häufigsten epigenetischen Mechanismen ist die Methylierung der DNA am Cytosin in der Stellung vor Guanin. Waren die beiden Cladoceren-Arten D.magna und M.macrocopa einem Huminstoff- Präparat ausgesetzt, war tatsächlich diese Position stärker methyliert als zuvor (Abb. 16). Das heißt, ein epigenetischer Mechanismus wird durch Huminstoffe angeschaltet (MENZEL et al. 2011). Welche Gene nun methyliert vorlagen, muss offenbleiben, da eine derartige Detailuntersuchung nicht durchgeführt wurde. 
   9.7 - Schlussbetrachtungen 
 Die wenigen in diesem Übersichtsbeitrag präsentierten Beispiele über die Auswirkungen von ökologischem Stress auf Tiere, hier durch Huminstoffe als einer weit verbreiteten Matrix jeden Ökosystems, belegen, dass Umweltstress zwar auf Individuen negativ wirken kann, aber in Hinsicht auf betreffende Populationen positiv sein kann. Diese Auswirkungen beinhalten verbessertes Wachstum, verlängerte Lebensspannen, erhöhte Nachkommenzahlen sowie multiple Stressresistenzen (Kreuztoleranzen). Über epigenetische Mechanismen können Kreuztoleranzen an nachfolgende Generationen weitergegeben werden. Im Gegensatz zu Mutationen sind dies gerichtete Mechanismen, die - solange die Stresssituationen bestehen - gegen diese Stressoren wappnen. Bestehen die Umwelt-Stressoren nicht mehr, werden diese Energie verbrauchenden Mechanismen wieder heruntergefahren. Da die durch Huminstoffe hervorgerufenen Stresssituationen nur eine von vielen möglichen Stressoren im Ökosystem sind, ist zu erwarten, dass sich die Tiere auch an die übrigen akklimatisiert haben, sofern diese ursprüngliche Stressoren sind (z. B. nicht anthropogene Xenobiotika) und die Zeit zur evolutiven Antwort ausreichend lang war. Es ist zu erwarten, dass weitere spannende Beispiele zur Stressakklimatisierung von aquatischen und terrestrischen Tieren herausgearbeitet werden können. 
  Danksagung:  Der vorliegende Übersichtsbeitrag ist ohne die Mitarbeit, die Diskussionen oder Anregungen von vielen Leuten nicht denkbar. Als erstes gilt der Dank Frau Kollegin Irene ZERBST (FU Berlin), die unser Interesse auf den großartigen Baikal und seine faszinierende Fauna lenkte. Ferner sei den Mitgliedern und Studenten meiner Arbeitsgruppe an der Humboldt-Universität sowie denen der Kooperationspartner am IGB Berlin, in Rio de Janeiro und Macaé (Brasilien) und Irkutsk (Russland) ganz herzlich gedankt. Hoffentlich war die Arbeit mit mir nur Eustress. Mein besonderer, herzlicher Dank geht an Vasiliy PAVLICHENKO (Irkutsk) für die Überlassung der hervorragenden Amphipoden-Fotografien. 
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 - ; PIETSCH, K.; SAUL, N.; MENZEL, S.; SWAIN, S.; STÜRZENBAUM, S. R. &amp;amp; MENZEL, R. (2013): Transcript expression patterns illuminate the mechanistic background of hormesis in Caenorhabditis elegans Maupas. Dose-Response 11: 558-576. 
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 &amp;nbsp; 
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                ]]> </content> <updated>2022-05-08T01:30:00+02:00</updated> </entry> <entry> <title type="text">Wasseraufbereiter</title> <id>https://www.garnelenhaus.de/wiki/wasseraufbereiter</id> <link href="https://www.garnelenhaus.de/wiki/wasseraufbereiter"/> <summary type="html"> <![CDATA[
                
                                            Wasseraufbereiter kann Schadstoffe im Aquarienwasser binden und unschädlich machen. Welcher Wasseraufbereiter ist der beste für mein Aquarium, was sind die Vorteile und die Nachteile der einzelnen Aufbereiter?
                                        ]]> </summary> <content type="html"> <![CDATA[
                 
 Inhaltsverzeichnis 
 
  1 Wirkungsweise von Wasseraufbereitern  
 
  1.1 Flüssiger Aufbereiter und Dünger  
 
  2 Flüssige chelatbildende Aufbereiter  
  3 Flüssige Aufbereiter auf Zeolithbasis  
 
  3.1 Vorteile  
 
  4 Zeolith für den Filter  
 
  4.1 Zeolith regenerieren  
 
  5 Aufbereiter auf Harzbasis  
 
  5.1 Purigen regenerieren  
 
  6 Montmorillonit  
  7 Huminstoffe  
 
 
 Ein guter Wasseraufbereiter sollte in keinem Aquarienschrank fehlen - man braucht ihn, um das Wasser für das Aquarium (oder auch in Ausnahmefällen im Aquarium) von Schadstoffen zu befreien. 
 Auf dem Markt gibt es verschiedene Wasseraufbereiter, die auf unterschiedlichen Grundprinzipien basieren. Um eine sinnvolle Entscheidung beim Kauf treffen zu können, ist es wichtig, diese Unterschiede zu kennen und zu verstehen, wie die Wasseraufbereiter im Aquarium funktionieren. 
   1 Wirkungsweise von Wasseraufbereitern 
 Das Grundprinzip ist bei allen Wasseraufbereitern fürs Aquarium gleich: Schadstoffe werden &quot;eingefangen&quot; und durch chemische oder physikalische Bindungskräfte festgehalten. 
 Zum einen gibt es Wasseraufbereiter, die dem Filter zugegeben werden. Sie bestehen aus einem speziellen Ionen bindenden Harz oder auf Zeolith als Filtermaterial, zum anderen gibt es die flüssigen Wasseraufbereiter, die dem Wasser zugegeben werden. 
 Die flüssigen Wasseraufbereiter teilen sich in zwei Grundgruppen: die Chelatbildner und die physikalisch wirkenden Aufbereiter auf Zeolithbasis. Die dabei gebildeten Komplexe setzen sich im Aquarium mit der Zeit am Bodengrund ab oder werden vom Aquarienfilter aufgenommen. Aus dem Aquarium entfernt man die so gebundenen Schadstoffe durch Abmulmen des Bodengrundes oder durch die allfällige Filterreinigung. 
 Auch fein pulverisiertes Montmorillonit wird gerne als Wasseraufbereiter verwendet. Das Schichtsilikat bindet ebenfalls Schadstoffe und bildet Komplexe, die sich absetzen. 
 Für einen Notfalleinsatz sind die flüssigen oder pulverförmigen Wasseraufbereiter eher zu empfehlen, weil sie schnell das gesamte Wasservolumen erreichen. Die Filterzusätze werden vom Wasser im Aquarium nur nach und nach durchströmt, hier dauert die Schadstoffbindung bedeutend länger. 
 Muss man gärtnern oder den Bodengrund im Aquarium aus anderen Gründen bewegen, kann man vorbeugend flüssigen Wasseraufbereiter zufügen, um eventuell vorhandenen Schwefelwasserstoff aus Faulstellen direkt abzufangen, bevor er den Aquarientieren gefährlich werden kann. 
   1.1 Flüssiger Wasseraufbereiter und Aquariendünger 
 Die Nährstoffe im Aquariendünger gehören zu den bevorzugten Stoffen, die von Wasseraufbereitern gebunden werden. Aus diesem Grund ist es keine gute Idee, beim  Wasserwechsel  Wasseraufbereiter und Dünger gleichzeitig zu geben - der Aufbereiter würde zum Beispiel  Eisen  direkt einfangen und an sich binden und es dadurch den Pflanzen als Nährstoff wegnehmen. Bitte entweder Wasseraufbereiter oder Dünger ins Aquarium geben und zwischen den Gaben mindestens 24 Stunden warten! Es hat sich bei vielen Aquarianern bewährt, zunächst dem Frischwasser beim Wasserwechsel Wasseraufbereiter zuzugeben und dann erst am nächsten Tag nachzudüngen. 
   2 Flüssige chelatbildende Aufbereiter 
 Einen Wasseraufbereiter auf Chelatbasis erkennt man daran, dass die Flüssigkeit klar und transparent ist. Manche Firmen geben noch einen Farbstoff hinzu, dies dient aber eher der Optik als der Funktion. Die meisten Wasseraufbereiter arbeiten mit der anorganischen chemischen Verbindung EDTA (Ethylendiamintetraessigsäure) als Komplexbildner. EDTA bindet sich sehr gerne an Schwermetalle, aber auch an Kalzium und Magnesium und weitere Stoffe wie Chlor oder verschiedene Pestizide. 
 Leider ist diese Verbindung nicht immer stabil - kommt ein anderes Element daher, an das EDTA sich lieber bindet, wird das ursprünglich gebundene Teilchen aus der Verbindung &quot;geschubst&quot; und ist dann wieder frei. Auch sind EDTA-Chelatoren sehr empfindlich, was UV-Licht anbelangt. Wird ein solcher Komplex durch einen  UV-C-Klärer  geleitet, bricht die Verbindung auf, und die Schadstoffe werden wieder im Aquarienwasser freigesetzt. Dasselbe kann auch durch Bakterientätigkeit passieren, EDTA ist ein echter Leckerbissen für viele Mikroben und wird zügig zersetzt. Vor allem, wenn sich die Komplexe im Bodengrund abgesetzt haben, wo viele Bakterien leben, kann es dadurch zur Freisetzung der gebundenen Stoffe kommen. Besonders kritisch ist das, wenn der Bodengrund aufgerührt wird, zum Beispiel, wenn man Pflanzen herauszieht. 
   3 Wasseraufbereiter auf Zeolithbasis 
 Zeolithe kommen in großer Zahl in der Natur vor, sie können aber auch künstlich hergestellt werden. Es handelt sich dabei um Aluminium-Silikate, die ein hoch poröses Mikrosieb ausbilden. Zeolith hat eine permanente anionische (negative) Grundladung und wirkt deshalb wie ein Kationentauscher. Im Mikrosieb werden Schadstoffe wie Ammoniak, Schwermetalle, Pestizide und ähnliches gebunden. Am wirkungsvollsten sind bei den Zeolithen die Klinoptilolithe. 
 Mineralische Wasseraufbereiter auf Zeolithbasis enthalten fein gemahlenes Zeolith, das aufgrund seiner geringen Partikelgröße eine vergleichsweise große Oberfläche mit starkem Bindungsvermögen besitzt. Man erkennt einen solchen Wasseraufbereiter an seiner milchig-trüben Farbe. Wichtig: Vor Gebrauch wirklich gut schütteln, damit sich der Bodensatz in der Flasche wieder löst! 
 Auch bei Zeolith ist es so, dass schwächere Bindungen durch Substanzen, an die sich das Zeolith lieber bindet, aufgehoben werden. Auch hier können deshalb Schadstoffe wieder freigesetzt werden. Aufgrund seiner mineralischen Struktur ist Zeolith jedoch nicht anfällig für eine Zersetzung durch Bakterien oder durch UV-Licht. 
 Das Wasser ist nach der Zugabe eines solchen Wasseraufbereiters erst einmal milchig trübe, das Zeolith setzt sich jedoch relativ schnell am Boden ab beziehungsweise wird im Aquarium vom Filter eingefangen. 
   3.1 Vorteil von Zeolith-Wasseraufbereiter 
 Ein ganz praktischer Aspekt von Aquarien-Wasseraufbereitern auf Zeolithbasis: Das fein vermahlene Pulver setzt sich recht schnell am Boden ab, das kann man beim Wasserwechsel nutzen. Dazu rührt man das Pulver in das Frischwasser ein, lässt es wirken und wartet ein paar Stunden (zum Beispiel über Nacht), bis es sich abgesetzt hat. Dann erst macht man den Wasserwechsel und gibt das Frischwasser so zu, dass der Bodensatz von Zeolith und potentiell gebundenen Schadstoffen gar nicht erst ins Aquarium gelangt. 
   4 Zeolith für den Filter 
  Zeolith  ist nicht nur in fein zermahlener Form erhältlich, sondern auch in etwas größeren Stücken als Filtermaterial. Hier macht man sich ebenfalls die Bindungsfähigkeit zunutze. Wichtig zu wissen: Die Bakterien im Filter bilden auf den Zeolithsteinchen Biofilme, die die Schadstoffe aufnehmenden Mikrokanäle schnell verstopfen. Dann ist das Zeolith unwirksam. Wer Zeolith im Filter als Schadstoffbinder verwenden möchte, sollte daher darauf achten, das Zeolith im Filter täglich gut durchzuschütteln, sodass die Biofilme mechanisch entfernt werden. 
 Das aufnahmefähigste Zeolith ist das in nassem Zustand relativ grünliche Klinoptilolith, das man an seiner Farbe sehr gut erkennen kann. 
   4.1 Zeolith regenerieren 
 Mit der Zeit sättigt sich Zeolith, seine Aufnahmefähigkeit ist begrenzt. Man kann es durch Einlegen in eine Kochsalzlösung regenerieren. Die Natriumionen verdrängen die im Zeolith gebundenen Stoffe, sodass es wieder einsatzbereit wird. 
 Stelle eine Lösung aus 1 Liter Wasser und 5-10 g Kochsalz ohne Zusätze wie Jod oder Fluor her, in die du das Zeolith gibst. 24-36 Stunden stehenlassen und ab und zu umrühren. Danach gründlich unter fließendem warmem Wasser ausspülen. Nun ist das Zeolith wieder aufnahmefähig. 
   5 Aufbereiter auf Harzbasis - Purigen 
 Ein sehr häufig in der Aquaristik verwendeter Wasseraufbereiter auf Harzbasis ist  Seachem Purigen.  Bei diesem Aufbereiter handelt es sich um ein sehr effektives synthetisches Adsorptionsharz, das nicht als Ionenaustauscher arbeitet. Das hier verwendete grobporige synthetische Polymer nimmt organische Schadstoffe und Verunreinigungen aus dem Aquarienwasser auf und bindet sie fest an sich. Purigen adsorbiert Eiweiß, Ammonium, Ammoniak, Nitrit und Nitrat, organische Stickstoffe und Pestizide, jedoch keine Metalle. 
 p&amp;gt;Purigen wird dunkler, je mehr organische Schadstoffe es aufnimmt. Seine Aufnahmefähigkeit lässt sich durch eine Behandlung mit handelsüblicher Haushaltsbleiche wiederherstellen. 
   5.1 Purigen regenerieren 
 Zum Regenerieren von Purigen verwendet man 8,25%ige haushaltsübliche Chlorbleiche ohne Duftstoffe und verdünnt das Mittel 1:1 mit Wasser. Viele Chlorbleichen aus dem Handel haben eine niedrigere Konzentration von 5%, diese können unverdünnt oder leicht verdünnt verwenden werden. 
 Bitte für mindestens 8 Stunden in klares Wasser einlegen und eventuell einen Wasseraufbereiter auf EDTA-Basis zugeben. Achtung: Wasseraufbereiter mit Schleimhautschutz für die Fische sind ungeeignet, sie können das Purigen unbrauchbar machen! Danach kann das Purigen wieder im Filter zum Einsatz kommen. 
  Achtung :&amp;nbsp;Bei Arbeiten mit Chlorbleiche müssen Handschuhe und eine Schutzbrille getragen werden. Für ausreichende Belüftung sorgen! 
   6 Montmorillonit 
 Das Schichtsilikat Montmorillonit ist ein Natrium-Aluminium-Silikat und fungiert ähnlich wie Zeolith als Ionentauscher. Montmorillonit wird dem Aquarienwasser in der Regel in Pulverform oder als Aufschlämmung zugegeben. &quot;Monte&quot; bindet ebenfalls Schadstoffe wie Ammonium oder Schwermetalle, kann sie aber ebenso wie Zeolith auch wieder abgeben. 
   7 Huminstoffe 
 Huminstoffe binden nicht nur Schwermetalle, Pestizide und andere Schadstoffe dauerhaft und stabil, weil physikalisch, sondern haben noch eine ganze Menge anderer positiver Eigenschaften: Sie machen das Wasser erst biotopgerecht und versetzen es in einen Zustand, der dem sehr vieler natürlicher Biotope entspricht. Das Immunsystem der Aquarientiere wird verbessert, Keime werden reduziert, den Pflanzen im Aquarium stehen wichtige Nährstoffe durch Huminstoffe besser und länger zur Verfügung, die Wasserqualität wird erhöht, Schadstoffe werden reduziert und der pH-Wert des Wassers wird zusätzlich auch noch stabilisiert. Was Huminstoffe alles können, erfahrt ihr in unserem Artikel &quot; Huminstoffe im Aquarium&quot;  im Detail. 
                ]]> </content> <updated>2021-03-02T00:15:00+01:00</updated> </entry> <entry> <title type="text">Was ist Silikat?</title> <id>https://www.garnelenhaus.de/wiki/was-ist-silikat</id> <link href="https://www.garnelenhaus.de/wiki/was-ist-silikat"/> <summary type="html"> <![CDATA[
                
                                            Silikat soll das Wachstum von Kieselalgen und auch von Fusselalgen begünstigen - und als Hauptbestandteil der Erdoberfläche ist es ziemlich allgegenwärtig. Was Silikat im Aquarium tut, woher es kommt und was genau Silikat überhaupt ist, erklären wir in diesem Artikel. 
                                        ]]> </summary> <content type="html"> <![CDATA[
                 
 Inhaltsverzeichnis 
 
  1 Silikat im Leitungswasser  
  2 Silikat in der Aquaristik  
 
  2.1 Neigung zu Kieselalgen  
  2.2 Grünalgen durch Silikate?  
  2.3 Silikat und Garnelen  
 
  3 Silikat senken / entfernen  
 
 
 Silikat ist ein Überbegriff für eine Vielzahl von Siliziumverbindungen. Definiert sind Silikate als Salze der Ortho-Kieselsäure. In der Natur spielt Silikat eine nicht unwesentliche Rolle: Die Erdoberfläche (Erdkruste) wie auch der Erdmantel bestehen fast vollständig aus Silikaten. Wenig überraschend daher, dass auch in der Aquaristik Silikate eine Rolle spielen. 
   1 Silikat im Leitungswasser 
 Gemeinsam mit Phosphaten (wie z.B.  Polyphosphaten ) wird auch Silikat in der Trinkwasseraufbereitung eingesetzt, um Rohrwasserleitungen vor Korrosion und Kalkablagerung zu schützen. Es ist deshalb nicht ungewöhnlich, dass man im  Leitungswasser  erhöhte Silikat-Werte beim Messen per Tröpfchentest vorfindet. 
   2 Silikat in der Aquaristik 
 Silikate haben in der Aquaristik einen besonders schlechten Ruf erlangt. Ihnen wird nachgesagt, dass sie unweigerlich zu  Kieselalgen  führen sollen, was in der Einlaufphase oft auch tatsächlich zutrifft. Weiters werden sie auch für andere Algenprobleme verantwortlich gemacht, wie etwa für  Fusselalgen . 
 In der Praxis sieht man allerdings, dass so manche Aquarien mit hohen Silikatwerten optisch vollständig algenfrei laufen, andere wiederum im „Kieselalgenchaos“ versinken. Misst man im Wasser eine erhöhte Silikatkonzentration, besteht erst einmal kein Grund zur Sorge. Erst wenn Probleme (wie etwa eine Kieselalgenplage, zu erkennen an braunen, flockigen oder schleimigen Belägen) auftauchen, sollte man erwägen, ob eventuell Silikat dafür verantwortlich sein könnte. 
   2.1 Welche Aquarien neigen zu Kieselalgen? 
 Besonders stark bepflanzte und beleuchtete Aquarien (gute Versorgung mit Nährstoffen wie  Nitrat ,  Phosphat ,  Kalium ,  Eisen  und  CO 2   vorausgesetzt) zeigen sich von hohen Silikatwerten meist unbeeindruckt. Eher schwach beleuchtete (Moos-)Becken allerdings neigen im Gegensatz dazu oft zu Kieselalgenbefall – allerdings auch nicht zwingend: Fressfeinde (wie etwa Garnelen und Schnecken) und ein gutes mikrobielles Gleichgewicht sind hier wohl ausschlaggebend. 
 Wie du gegen Kieselalgen vorgehen kannst, erfährst du in unserem Wiki-Artikel über  Kieselalgen . 
   2.2 Grünalgen durch Silikate? 
 Vermehrtes Grünalgenwachstum scheint allerdings neben zu viel Silikat auch noch eine andere Ursache zu haben: Meist geht mit hohen Silikatwerten ein erhöhter  Phosphatgehalt  einher, welcher - wenn er in der Düngung nicht berücksichtigt wird - für ein  Nährstoffungleichgewicht  sorgen kann und somit das Wachstum von weiteren  Algen  wie etwa  Fusselalgen  begünstigt. 
   2.3 Silikat und Garnelen 
 Die Hinweise häufen sich, dass Silikate bei der Haltung und Zucht von Garnelen Probleme verursachen können. Sie werden von Osmoseanlagen nicht vollständig ausgefiltert und können sich daher im Aquarium ansammeln. Ein zu hoher Silikatgehalt kann dazu führen, dass die Garnelen beginnen zu sterben. Trotz genügend Wasserwechsel und ausgewogener Fütterung kommen kaum noch Jungtiere hoch, und die Vermehrung der Tiere läuft allgemein eher schleppend. Die Garnelen wachsen deutlich langsamer als normal. 
   3 Silikat senken / entfernen 
 Es gibt einige praktische Möglichkeiten, wie man recht schnell und effizient das Silikat aus dem Wasser entfernen oder zumindest den Gehalt senken kann. Wie genau, erfährst du in unserem Artikel:  &quot;Silikat reduzieren&quot; . 
                ]]> </content> <updated>2018-07-11T02:15:00+02:00</updated> </entry> <entry> <title type="text">Silikat reduzieren</title> <id>https://www.garnelenhaus.de/wiki/silikat-reduzieren</id> <link href="https://www.garnelenhaus.de/wiki/silikat-reduzieren"/> <summary type="html"> <![CDATA[
                
                                            Silikat (SiO2) kann die Bildung von Kieselalgen fördern. Dabei gibt es verschiedene Ursachen für einen hohen Silikatwert im Aquarium und demzufolge auch verschiedene Ansätze, wie man das Silikat im Aquarienwasser reduzieren kann. Hier zeigen wir einige Lösungsmöglichkeiten für...
                                        ]]> </summary> <content type="html"> <![CDATA[
                 
 Inhaltsverzeichnis 
 
  1 Silikat im Wechselwasser  
 
  1.1 Methoden  
 
  1.1.1 Silikatentfernende Filtermedien  
  1.1.2 Ionentauscher  
  1.1.3 Osmose- oder VE-Wasser  
 
 
  2 Silikat im Aquarium  
 
 
 Die Salze der Kieselsäure,  Silikate  genannt, können das Wachstum von  Kieselalgen  fördern. Es gibt zwei verschiedene Arten, wie Silikat ins Aquarium kommt: mit dem Wechselwasser oder durch eine Silikatquelle im Aquarium selbst. 
   1 Silikat im Wechselwasser 
   1.1 Methoden 
 Regenwasser kann Silikat enthalten, ebenso wie das  Leitungswasser . Ist der Silikatwert des Wechselwassers zu hoch, gibt es eine Auswahl an Methoden, diesen zu senken: 
   1.1.1 Silikat entfernende Filtermedien 
  Silikatabsorbierende Filtermedien  sind unter Namen wie Silikat Ex, Sili-Out oder Silicate Clear zu finden. Falls ihr ein Filtermedium zum Entfernen des Silikats nutzen möchtet, verwendet ihr dies am besten nur im Wechselwasser, da bei dauerhaftem Einsatz im Aquarium auch andere für Pflanzen wichtige Nährstoffe (wie etwa  Phosphat ) entzogen werden. Das Wechselwasser wird dann einfach für 24-48 Stunden in einem Behälter über ein entsprechendes Filtermedium gefiltert, bis der Silikatwert passt. 
   1.1.2 Ionentauscher zur Wechselwasseraufbereitung 
 Auch hier wird das Wechselwasser separat behandelt, damit nicht im Aquarium andere Nährstoffe mit entzogen werden. 
   1.1.3 Osmosewasser oder VE-Wasser verwenden 
 Bei einem hohen Silikatwert im  Leitungswasser  ist die Verwendung eines  Vollentsalzers  für die Herstellung des Wechselwassers von Vorteil, da man hier sehr reines Wasser erhält. Achtung: Osmoseanlagen filtern Silikate nicht vollständig aus - hier muss man einen Silikatfilter vorschalten, um die Silikate vollends zu eliminieren. Mit Reinwasser kann man mittels Mineralsalzen die  perfekten Wasserwerte für seine Tiere einstellen . 
   2 Silikat im Aquarium 
 Ist der Silikatwert des Wechselwassers in Ordnung, weist jedoch das Aquarienwasser einen hohen Wert an SiO 2  oder anderen Silizium-Oxid-Verbindungen auf, dann liegt dies mit Sicherheit an der Einrichtung. Insbesondere manche Naturbodengründe oder Nährböden (z.B. auch  Soil ) können größere Mengen an Silikat an das Wasser abgeben. Hier sollte man die Ursache suchen und gegebenenfalls die Silikatquelle entfernen. 
                ]]> </content> <updated>2018-07-10T02:45:00+02:00</updated> </entry> <entry> <title type="text">Kupfer im Aquarium</title> <id>https://www.garnelenhaus.de/wiki/kupfer-im-aquarium</id> <link href="https://www.garnelenhaus.de/wiki/kupfer-im-aquarium"/> <summary type="html"> <![CDATA[
                
                                            Kupfer ist ein tödliches Gift bei Wirbellosen, aber es ist genauso auch ein lebensnotwendiges Spurenelement, nicht nur für die Pflanzen im Aquarium, sondern auch für die Wirbellosen, die es in höheren Dosen tötet. Oft ist Kupfer in Algenmitteln etc. enthalten - also Vorsicht! ...
                                        ]]> </summary> <content type="html"> <![CDATA[
                 
 Inhaltsverzeichnis 
 
  1 Kupfer in der Aquaristik  
 
  1.1 Bakterizide Eigenschaften  
  1.2 Wirkung auf Wirbellose  
  1.3 Wirkung auf Algen/Pflanzen  
 
  2 Kupfer als Spurenelement  
  3 Richtwerte zur Giftigkeit  
 
  3.1 Algen  
  3.2 Höhere Pflanzen  
  3.3 Fische  
  3.4 Garnelen und andere Wirbellose  
 
  4 Kupfer entfernen  
 
  4.1 Kupfer aus dem Wasserhahn  
  4.2 Osmose oder Vollentsalzer  
  4.3 Wasseraufbereiter  
 
 
 
 Kupfer (Cu) ist ein chemisches Element, gehört zu den Schwermetallen und ist als Metall gut formbar. 
 Da Kupfer eine besonders hohe Leitfähigkeit besitzt, wird es häufig als Stromleiter in Kabeln und Stromleitungen verwendet. Besonders früher wurde Kupfer aber auch aufgrund seiner antibakteriellen Eigenschaften, der guten Formbarkeit und der Tatsache, dass Kupfer nicht rostet, für Trinkwasserleitungen verwendet. Kupferleitungen befinden sich auch heute noch vorwiegend in Altbauten, jedoch sind auch noch viele moderne Boiler mit Kupferbauteilen ausgestattet. 
   1 Kupfer in der Aquaristik 
 Kupfer kommt auch in der Aquaristik eine große Bedeutung zu, besonders seitdem Wirbellose immer mehr in den Fokus rücken. Produkte wie Aquariendünger enthalten zwar Kupfer als Spurenelement, die enthaltene Kupfermenge ist jedoch für Aquarienbewohner unbedenklich, wenn man sich an die vorgegebene Dosierungsempfehlung hält. 
  Allerdings sollte man bei Fischmedikamenten und bei Anti-Algen-Präparaten die Augen offenhalten und auf die Inhaltsstoffe achten: Hier kommt Kupfer oft als Hauptwirkstoff zum Einsatz.  
   1.1 Bakterizide Eigenschaften 
 Kupfer ist für viele Mikroorganismen wie Bakterien bereits in geringer Dosis toxisch. Das Schwermetall wirkt schädigend auf ihre Zellmembranen und auf ihr Erbgut wie auch auf ihren Enzymhaushalt. Eine 99,9%ige Abtötung von Keimen erreicht jedoch nur der direkte Kontakt mit einer Kupferoberfläche. 
   1.2 Wirkung auf Wirbellose 
 Für die meisten Wirbellosen im Aquarium wie Krebse, Garnelen, Krabben und Schnecken, aber auch für Spinnentiere und Insekten ist Kupfer höchst toxisch. Die Sauerstoffbindung in ihrem Blut basiert nicht wie bei Säugetieren auf Hämoglobin und der Bindung des Sauerstoffs durch Eisen, sondern bei ihnen wird der Sauerstoff durch zwei Kupfer-Ionen im Hämocyanin gebunden und so bis in die Zellen weitertransportiert. Trotzdem wirkt Kupfer auf sie nicht weniger giftig – ganz im Gegenteil besitzen Wirbellose (wie weiter unten zu sehen) eine viel geringere Kupfertoleranz. 
   1.3 Wirkung auf Algen und Pflanzen 
 Auch auf Pflanzen wirkt Kupfer in höheren Dosierungen giftig. Es hemmt direkt die Wurzelfunktion und die Nährstoffaufnahme. Bei höheren Pflanzen wie auch bei  Algen  hemmt Kupfer außerdem die Fähigkeit zur Photosynthese, indem es mit dem Chlorophyll reagiert. Des weiteren erschwert Kupfer die Zellatmung und weitere wichtige Prozesse der Pflanze und behindert die Enzyme beim Erfüllen ihrer mannigfaltigen Aufgaben. 
   2 Kupfer als Spurenelement 
 Bei den meisten Organismen ist Kupfer jedoch auch Bestandteil vieler Enzyme, und bei Wirbellosen dient es zusätzlich zum Sauerstofftransport – Kupfer ist also nicht nur ein Gift, sondern auch ein lebensnotwendiges Spurenelement. Ein Mangel wäre fatal! 
 Auch Pflanzen benötigen Kupfer als  Spurenelement , deshalb ist es in vielen Düngern enthalten. Die geringe Menge ist für Wirbellose und Bakterien bei richtiger Dosierung unbedenklich – im Gegenteil, sie ist sogar förderlich. 
   3 Richtwerte zur Giftigkeit 
 Je nach Organismus und je nach Tierart unterscheidet sich die Kupfertoleranz. Menschen etwa können täglich bis zu 40 mg Kupfer aufnehmen, ohne größeren Schaden zu nehmen. 
   3.1 Algen 
 Für Algen wirken sich Werte bereits ab 0,005-0,01 mg/l hemmend auf die Stickstofffixierung und die Photosynthese aus; für eine Abtötung der Algen sind Werte von mindestens 0,03 mg/l vonnöten. Aus diesem Grund enthalten Anti-Algen-Mittel fürs Aquarium oft deutliche Mengen Kupfer. 
   3.2 Höhere Pflanzen 
 Höhere Pflanzen reagieren bereits ab 0,08 mg/l Kupfer im Wasser empfindlich. 
   3.3 Fische 
 Oft wird angenommen, dass Fische weitaus robuster sind als etwa Garnelen, auch deshalb gibt es viele kupferhaltige Algenmittel im Teich- und Aquaristikbereich zu kaufen. Diese Annahme trifft jedoch nicht immer zu: Fische beginnen bei etwa 0,1 mg/l Kupfergehalt im Wasser zu sterben, wobei es auch hier große Unterschiede gibt: Bodenfische wie zum Beispiel Welse tolerieren weitaus weniger Kupfer, ebenso bestätigen Versuche bei Forellen, deren geringe Toleranz gegenüber Kupfer. 
 Besonders bei Jungtieren treten auch in geringen Dosen von etwa 0,04 mg/l (beobachtet bei Sonnenbarschen) bereits Deformationen des Skeletts, der Flossen, Minderwuchs und weitere Verkrüppelungen auf. 
   3.4 Garnelen und andere Wirbellose 
 Garnelen reagieren wesentlich empfindlicher auf Kupfer als Aquarienfische – es wirkt bei ihnen bereits ab 0,02mg/l toxisch. Dieser Wert liegt leider deutlich unter der Nachweisgrenze der meisten in der Aquaristik gängigen Kupfertests! Auch Aquarienschnecken sprechen bereits auf geringere Kupfermengen als Fische an, ebenso wie Aquarienkrebse. 
   4 Kupfer entfernen 
   4.1 Kupfer aus dem Wasserhahn 
 Hat man Wasserleitungen aus Kupfer im Haus, so muss man bei der Verwendung von  Leitungswasser  im Aquarium beachten, dass in den Leitungen stehendes Wasser deutlich mehr Kupfer aufnimmt als Wasser, das beim Durchfließen kurz in Kontakt mit den Kupferrohren kommt. Vor der Entnahme von Wasser fürs Aquarium sollte man also auf jeden Fall zunächst das Leitungswasser so lange ablaufen lassen, bis frisches Wasser von außen nachgekommen ist. Optimal ist die Entnahme von Wasser zum Beispiel nach dem Duschen - dann sind die Leitungen ordentlich durchgespült. 
   4.2 Osmoseanlage oder Vollentsalzer 
 Eine Alternative dazu ist eine richtige Wasseraufbereitung. Besonders zu empfehlen ist in diesem Fall die Verwendung einer  Umkehrosmoseanlage  oder eines  Vollentsalzers . Hiermit kann man auch gleich das Problem des oft viel zu harten Wassers lösen und die Wasserwerte für die Aquarienbewohner optimal  einstellen . 
   4.3 Wasseraufbereiter 
 Eine weitere Möglichkeit ist die Verwendung von  Wasseraufbereitern . Diese enthalten entweder  Zeolithe , die das Kupfer physikalisch binden, oder  Chelate , auch Komplexbildner genannt, die das Kupfer chemisch binden und so zunächst unschädlich machen. Das tun sie so lange, bis sich die Chelate zersetzen oder bis ein Molekül kommt, das sich besser an das Zeolith bindet. Dann wird das gebundene Kupfer wieder freigegeben. 
 Für ein Garnelenaquarium ist die sicherste Option, das Kupfer erst gar nicht ins Aquarium gelangen zu lassen, Osmoseanlage oder Vollentsalzer sind hier sicherlich die beste Wahl. 
                ]]> </content> <updated>2018-04-14T01:15:00+02:00</updated> </entry> <entry> <title type="text">Was ist Ammonium / Ammoniak?</title> <id>https://www.garnelenhaus.de/wiki/was-ist-ammonium-ammoniak</id> <link href="https://www.garnelenhaus.de/wiki/was-ist-ammonium-ammoniak"/> <summary type="html"> <![CDATA[
                
                                            Ammonium (NH4) ist vergleichsweise harmlos, Ammoniak (NH3) dagegen ist hoch giftig. Diese beiden Stoffe kommen im Aquarium in Abhängigkeit vom pH-Wert vor. Wie man einen hohen Gehalt von Ammoniak vermeidet, erfahrt ihr hier.
                                        ]]> </summary> <content type="html"> <![CDATA[
                 
 Inhaltsverzeichnis 
 
  1 Ammoniakgehalt des Wassers  
  2 Ammoniak als Düngergrundstoff  
  3 Ammoniak in der Natur  
  4 Problematik im Aquarium  
 
  4.1 Hoher Besatz  
  4.2 Anstieg des pH-Wertes  
 
  5 Tödliche Dosis  
 
  5.1 Fische  
 
  5.1.1 Symptome  
 
  5.2 Garnelen  
 
  5.2.1 Symptome  
 
 
  6 Maßnahmen  
 
  6.1 Sofortmaßnahme Wasserwechsel  
  6.2 Ursachen finden  
 
  7 Vorbeugung  
 
 
 Ammonium (NH 4 ) ist eine anorganische Stickstoffverbindung, die entsteht, wenn im Zuge des  Stickstoffkreislaufs  Bakterien Eiweiße abbauen - es ist die erste Abbaustufe, die später zu  Nitrit  und  Nitrat  weiter verstoffwechselt wird. Naturgemäß steigt im einlaufenden Aquarium der Ammoniumwert zunächst einmal an - dass ein  Ammoniumpeak  auftritt, ist hier zunächst normal. So lange das Aquarium noch nicht mit Tieren besetzt ist, spielt dieser Wert keine Rolle. Für Pflanzen im Aquarium ist der Stoff unbedenklich. 
 Ammonium wandelt sich in Abhängigkeit vom pH-Wert zum giftigen Ammoniak (NH 3 ) um. Der Anteil des Ammoniaks steigt mit zunehmenden pH-Wert. Bei einem pH von 9,4 liegt das Verhältnis von NH 4  zu NH 3  bei 1:1, bei einem neutralen pH-Wert von 7,0 liegt der Gehalt von Ammoniak bei ca. 1%. 
   1 Ammoniakgehalt des Wassers 
 Zur Berechnung des Ammoniakgehaltes im Wasser wird die folgende Formel angewendet: 
   
 Einfacher für Nicht-Mathematiker ist es allerdings sicherlich, den Wert in der nachfolgenden Tabelle abzulesen. 
   
   2 Ammonium / Ammoniak als Düngergrundstoff 
 Ammoniak ist eine der meist produzierten Chemikalien, es ist der Grundstoff für die Herstellung anderer Stickstoffverbindungen, und es wird häufig zur Düngemittelherstellung verwendet – unter anderem wird daraus Urea (Harnstoff - CH 4 N 2 O) produziert. 
   3 Ammoniak in der Natur 
 In der Natur tritt Ammoniak als Zwischenprodukt des Eiweißstoffwechsels von Mensch und Tier auf, jedoch wird es aufgrund seiner Giftigkeit schnell wieder ausgeschieden oder - wie beim Menschen - in den ungiftigen Harnstoff umgewandelt (und dann ausgeschieden). Bakterien sind an Ammoniak interessiert: Cyanobakterien etwa können den Stickstoff (N) aus der Luft in Ammoniak umwandeln (Stickstofffixierung), welches sie dann wiederum zur Eiweißherstellung nutzen. Besonders eiweißreiche Pflanzen wie z.B. Bohnen bilden mit solchen stickstofffixierenden Bakterien eine Lebensgemeinschaft, um an ausreichend Stickstoff für die Proteinproduktion zu gelangen. 
   4 Problematik im Aquarium 
 Ammoniak (NH 3 ) wirkt als starkes Zellgift, vor allem - aber nicht nur - im Nervensystem. Im Aquarium kann Ammoniak durch die Abhängigkeit vom pH-Wert recht plötzlich auftreten. NH 3 /NH 4  wird dabei einerseits von den Fischen und anderen Wassertieren als Abfallstoff ihrer Verdauung über Natrium-Ammoniumpumpen in den Kiemen abgegeben, andererseits entsteht es auch im Aquarium, wenn Bakterien Eiweißverbindungen abbauen. 
   4.1 Hoher Besatz in Aquarien mit hohem pH-Wert 
 Ammoniak kann besonders dann in schädlichen Dosen vorkommen, wenn grundsätzlich ein hoher Besatz (und damit eine hohe Ausscheidung von Eiweißen im Kot) vorhanden ist und der pH deutlich im alkalischen Bereich liegt, also über 7,0. In einem  Leitungswasser -Aquarium mit hartem Wasser kann das zutreffen, aber auch bei speziellen Wasserwerten mit hohem pH-Wert, wie er bei Malawi- oder Sulawesiaquarien angestrebt wird. Liegt der pH-Wert des Aquariums im alkalischen Bereich, sollte man den Gehalt an NH 4  / NH 3  besonders im Blick behalten. 
   4.2 pH-Wert steigt an 
 Plötzliche pH-Wert Erhöhungen sind eher selten. Vorkommen können sie jedoch zum Beispiel beim Wasserwechsel. Liegt der letzte Wasserwechsel bereits eine Weile zurück, oder bringt das Leitungswasser entsprechend hohe pH-Werte mit, oder bringt man in weiches, saures Wasser kalkhaltiges Material ein, kann der pH in die Höhe schießen. Bei einem pH von 7,0 liegt lediglich 1% der Gesamtkonzentration (NH 4  und NH 3 ) in Form von Ammoniak vor. Je höher der absolute Ammoniumgehalt des Wassers, umso eher wird auch Ammoniak zum Problem. 
   5 Tödliche Dosis Ammoniak 
   5.1 Fische 
 Die tödliche Dosis bei Fischen liegt bei etwa 1 mg/l Ammoniak, für Jungtiere beginnen die Probleme bereits viel früher: hier wirken bereits 0,2-0,3 mg/l tödlich. Aber bereits Ammoniakwerte etwa von 0,03-0,05 mg/l, die nicht sofort tödlich sind, führen bei Fischen bereits zu starken chronischen Schäden. Besonders empfindlich sind Tiere aus fließenden Gewässern, wie etwa Forellen. 
   5.1.1 Symptome bei Fischen 
 Die Fische hängen bei einer Ammoniakvergiftung schwer atmend an der Wasseroberfläche und schnappen verzweifelt nach Luft. Ihre Farbe wird blass. Manche Fische legen sich auch auf den Boden oder schießen panisch durchs Wasser. 
   5.2 Garnelen 
 Bei Garnelen wirkt bereits der relativ geringe Wert von 0,2 mg/l Ammoniak tödlich  giftig . Insbesondere Bachgarnelen wie die  Bienengarnele  haben eine noch geringere Toleranz gegenüber dem Nervengift. 
   5.2.1 Symptome bei Garnelen 
 Bei zu hohen Ammoniakkonzentrationen im Aquarienwasser zucken die Garnelen, sie fallen um und sterben. 
   6 Maßnahmen 
   6.1 Sofortmaßnahme Wasserwechsel 
 Wie bei vielen Problemen im Aquarium ist die Maßnahme Nummer eins bei einer Ammoniakvergiftung ein großzügiger Wasserwechsel. Dadurch wird das Ammoniak im Wasser verdünnt. Zur Not wiederholen, bis die Tiere im Aquarium keine Symptome einer Vergiftung mehr zeigen. 
   6.2 Ursachen finden 
 Mögliche Ursachen für einen dauerhaft erhöhten Gehalt an Ammonium / Ammoniak sind: 
 
 Zersetzungsprozesse (besonders häufig: im Aquarium herumliegendes Futter) 
 Überfütterung 
 zu hoher Besatz 
 fürs Aquarium nicht geeignete&amp;nbsp;Dünger 
  Soil-Bodengrund (Plant Soil)  
 Nährboden 
 
  Wird der hohe Ammoniakwert durch vorgedüngten Soil-Bodengrund verursacht, werden häufige Wasserwechsel durchgeführt, bis sich die Werte normalisieren. Das kann je nach Setup etwa 8 Wochen, aber auch länger dauern. 
 Ein Nährboden kann auch später noch Ammonium abgeben, vor allem, wenn sich Gammelstellen entwickeln. Bei dauerhaft erhöhten Ammoniumwerten im Wasser sollte er daher vorsichtshalber entfernt werden. 
   7 Vorbeugung durch Pflanzenwachstum 
 Ammonium ist eine gute Nährstoffquelle für die Pflanzen im Aquarium, NH 4  liefert  Stickstoff  und wird von den Pflanzen ganz besonders gern aufgenommen. In einem ordentlich bepflanzten Aquarium mit gutem Pflanzenwuchs und gesunden Pflanzen wird Ammonium / Ammoniak direkt verwertet, wie es auftritt - so kann es gar nicht erst zu kritischen Konzentrationen kommen. Insbesondere Starkzehrer und schnell wachsende Pflanzen wie Wasserpest, Hornkraut oder Nixkraut sorgen für eine schnelle Beseitigung dieses Nährstoffs. Neben einem gut funktionierenden biologischen Filter sind gesunde Pflanzen die Vorbeugung Nummer eins gegen eine Ammoniakproblematik im Aquarium. 
                ]]> </content> <updated>2018-03-27T00:15:00+02:00</updated> </entry> <entry> <title type="text">Was ist Kalium?</title> <id>https://www.garnelenhaus.de/wiki/was-ist-kalium</id> <link href="https://www.garnelenhaus.de/wiki/was-ist-kalium"/> <summary type="html"> <![CDATA[
                
                                            Kalium ist eines der häufigsten Elemente in der Erdkruste und es spielt im Stoffwechsel jedes lebenden Organismus eine tragende Rolle. Ohne Kalium geht es nicht. Auch im Aquarium und ganz besonders in der Pflanzenaquaristik kommt dem Element Kalium eine hohe Bedeutung zu.
                                        ]]> </summary> <content type="html"> <![CDATA[
                 
 Inhaltsverzeichnis 
 
  1 Was ist Kalium?  
  2 Bedeutung von Kalium  
  3 Aufnahme von Kalium  
  4 Kalium als Pflanzendünger  
 
 
   1 Was ist Kalium? 
 Der Name Kalium leitet sich vom arabischen Wort al-qalya für Pflanzenasche ab.&amp;nbsp; Das Alkalimetall Kalium (K) ist eines der zehn häufigsten Elemente in der Erdhülle. Es ist ausgesprochen reaktionsfreudig, in der Natur kommt Kalium daher nicht in elementarer Form vor, sondern nur in Form von chemischen Verbindungen. Es reagiert sehr gerne mit Nichtmetallen wie Sauerstoff, Wasserstoff und so weiter. 
   2 Bedeutung von Kalium für den Körper 
 Kalium ist das wichtigste Kation in Körperzellen. Ohne Kalium kein Leben! Das Element ist an physiologischen Abläufen in jeder einzelnen Zelle beteiligt. Es ist zuständig für die Bioelektrizität der Zellmembranen (also für die Reizbarkeit und für die Reizbildung), es reguliert das Zellwachstum, es beeinflusst den Blutdruck positiv. Kalium spielt des weiteren auch eine wichtige Rolle bei der Freisetzung von Hormonen und es ist im Körper dafür verantwortlich, dass Kohlenhydrate verwertet und Eiweiß gebildet werden kann. 
   3 Aufnahme von Kalium 
 Kalium ist für die Aufrechterhaltung aller lebenswichtigen Vorgänge im Körper zuständig. Es wird überwiegend über pflanzliche Nahrungsmittel aufgenommen. Bei artgerecht ernährten Garnelen und Fischen sollte es auch im Aquarium nicht zu einem Kaliummangel kommen. Sie nehmen in der Regel genügend Kalium über das Futter auf. 
   4 Kalium als Pflanzendünger 
 Für die Pflanzendüngung spielt Kalium dagegen eine sehr wichtige Rolle in der Aquaristik und im Aquascaping. Die enorme Bedeutung des Elements K für das Pflanzenwachstum erklären wir im separaten Artikel &quot; Kalium als Pflanzennährstoff &quot;. 
                ]]> </content> <updated>2018-03-23T02:00:00+01:00</updated> </entry> <entry> <title type="text">Was sind Polyphosphate?</title> <id>https://www.garnelenhaus.de/wiki/was-sind-polyphosphate</id> <link href="https://www.garnelenhaus.de/wiki/was-sind-polyphosphate"/> <summary type="html"> <![CDATA[
                
                                            Polyphosphate - ein Schlagwort, das in letzter Zeit öfter zu hören ist. Diese Substanzen können im Leitungswasser vorkommen und sie können im Aquarium für ordentlich Probleme sorgen. Dabei kann man sie mit herkömmlichen Tests nicht ohne weiteres nachweisen. Wir erklären, was d...
                                        ]]> </summary> <content type="html"> <![CDATA[
                 
 Inhaltsverzeichnis 
 
  1 Polyphosphate nachweisen  
 
  1.1 Polyphosphate messen  
 
  2 Verwendung allgemein  
 
  2.1 im Trinkwasser  
 
  3 Bedenken: als Lebensmittelzusatz  
  4 Bedenken: in der Aquaristik  
 
  4.1 Probleme bei der Zucht  
  4.2 Sonstige Probleme  
 
  4.2.1 Dauerhaft hoher Phosphatwert  
  4.2.2 Pinselalgenbefall  
 
 
  5 Abhilfe  
 
 
 Als Polyphosphate werden Verbindungen (Salze oder Ester) der Phosphorsäure bezeichnet. Solche Verbindungen sind zum Beispiel Calciumpolyphosphat, Kaliumpolyphosphat, Natriumpolyphosphat - aber auch Adenosintriphosphat (ATP) zählt zu den Polyphosphaten. ATP ist verantwortlich für die chemische Energieübertragung in den Körperzellen, also stellt es praktisch die Energie dar, die uns bewegungs- und lebensfähig macht. 
   1 Polyphosphate nachweisen 
 Polyphosphate können mit aquaristischen Tests nicht erfasst werden, auch ist der Wasserversorger nicht verpflichtet, die Anwendung von Polyphosphaten im  Leitungswasser  spezifisch auszuweisen. Laut Trinkwasserverordnung müssen zwar sämtliche Zusätze zum Leitungswasser dem Verbraucher im Internet zugänglich gemacht werden, jedoch verstecken sich in der Trinkwasseranalyse Polyphosphate hinter dem Eintrag &quot;Phosphat/Phosphor&quot;. Hier können jedoch auch andere Phosphate erfasst sein. Es ist daher gar nicht so einfach herauszufinden, ob nun das Leitungswasser mit Polyphosphaten belastet ist oder nicht. 
 Ist der  Phosphatwert  im Leitungswasser-Aquarium dauerhaft messbar erhöht, kann man davon ausgehen, dass im Leitungswasser Polyphosphate verwendet werden. 
   1.1 Polyphosphate messen 
 Eine Möglichkeit, um Polyphosphate für unsere Tests messbar zu machen, gibt es aber doch: Das Testwasser wird eine Weile lang gekocht, abkühlen lassen und danach mit einem üblichen aquaristischen Phosphattest den Phosphatgehalt messen. Bei hohen Temperaturen beginnen nämlich die Polyphosphate zu zerfallen und werden dadurch mit unserem Standard-Test messbar. 
   2 Verwendung von Polyphosphaten: allgemein 
 Künstlich hergestellte Polyphosphate werden aufgrund ihrer vielfältigen Eigenschaften sehr häufig und in vielen Bereichen benutzt und dadurch auch (unbewusst) konsumiert. Sehr oft werden sie in der Lebensmittelindustrie z.B. in Form von Schmelzsalz für (Analog-) Käse verwendet. Sie bewirken, dass die Masse aus Eiweiß und Fett sich beim Erhitzen nicht entmischt, sondern gleichmäßig schmilzt und zusammenhält. Des weiteren sind Polyphosphate im Lebensmittelbereich als Stabilisatoren, Säureregulatoren, Komplexbildner oder Antioxidationsmittel in Verwendung. Vor allem bekannt ist die Verwendung bei Eis, Fleischprodukten- und Erzeugnisse, Schmelzkäse und Desserts. 
   2.1 Polyphosphate im Trinkwasser 
 Auch dem Trinkwasser werden häufig Polyphosphate zugesetzt. Hier übernehmen sie die Aufgabe der Härtestabilisierung, sodass ein Verkalken der Rohrleitungen weitestgehend verhindert wird. Polyphosphate schützen die Rohre außerdem vor Korrosion und bauen Eisenablagerungen ab, sie gehen aber auch Verbindungen mit einer Vielzahl an Stoffen ein und können eine Trübung oder Braunfärbung des Wassers „verdecken“ - man erhält scheinbar sauberes Wasser, die Stoffe sind jedoch noch vorhanden. Wichtig: Polyphosphate lassen sich mit den in der Aquaristik üblichen Phosphattests nicht nachweisen. 
   3 Bedenken: Polyphosphate als Lebensmittelzusatzstoff 
 Beobachtet wurde bei starkem Konsum von Lebensmitteln mit einem hohen Polyphosphat-Gehalt, dass der Calciumspiegel im Blut tendenziell absinkt. Das legt die Annahme nahe, dass durch Polyphosphate der Calcium-Phosphat-Haushalt gestört wird, was zu Osteoporose führen kann. Des weiteren besteht der Verdacht, dass Polyphosphate bei Kindern an der Entstehung von Aufmerksamkeitsdefizit- (ADS) und Aufmerksamkeitsdefizit-Hyperaktivitätsstörungen (ADHS) beteiligt sind. 
   4 Bedenken in der Aquaristik 
   4.1 Probleme bei der Zucht 
 Besonders in der Zucht von Fischen und Garnelen wird über Probleme in Aquarien mit  Leitungswasser  berichtet, die ohne ersichtliche Ursache auftauchen. Da Polyphosphate nicht die einzigen Wasserzusatzstoffe sind, lassen sich Probleme oft nicht direkt auf diesen einen Stoff zurückführen, jedoch lassen sich immer öfter Verbindungen zu Polyphosphaten und Problemen in der Zucht wie Laichverpilzungen, Missbildungen beim Nachwuchs und Unfruchtbarkeit herstellen. 
   4.2 Sonstige Probleme im Aquarium 
   4.2.1 Dauerhaft hoher Phosphatwert 
 Es gibt neben der Problematik bei der Zucht von Garnelen, Krebsen und Fischen auch hin und wieder in mit Leitungswasser betriebenen Pflanzenaquarien Probleme, die möglicherweise auf die Anwesenheit von Polyphosphaten im Aquarium zurückgeführt werden können. Einerseits zerfallen durch bakterielle Tätigkeit und chemische Vorgänge die Polyphosphate aus dem Leitungswasser zu „normalem“ Phosphat – ein  hoher Phosphatwert  kann sich im Aquarium unschön bemerkbar machen. Jegliche Bemühungen, diesen Wert durch Wasserwechsel mit  Leitungswasser  zu senken, scheitern naturgemäß, weil man mit dem behandelten Leitungswasser unerkannterweise immer neue Polyphosphate nachschiebt. Dadurch kann sich ein Nährstoff-Ungleichgewicht entwickeln, was zu  Algenwachstum  führt. 
   4.2.2 Pinselalgenbefall 
 Oft wird auch ein vermehrtes Auftreten von  Pinselalgen  beobachtet. Da Polyphosphate die Eigenschaft haben, Verbindungen mit Pflanzennährstoffen wie zum Beispiel mit Eisen einzugehen, werden diese Verbindungen beim Wasserwechsel mit ins Aquarium gebracht. Lösen sich diese Verbindungen später im Becken, kann ein erhöhter Eisengehalt zum Wachstum von Pinselalgen führen. 
   5 Abhilfe 
 Eine Vielzahl von Züchtern greift zur Vermeidung von Polyphosphaten zu aufbereitetem Wasser, zum Beispiel aus einer  Umkehrosmoseanlage , auch wenn die  Leitungswasserhaltung  bei der jeweiligen Tierart (zum Beispiel bei   Neocaridina davidi  ) grundsätzlich möglich wäre. 
                ]]> </content> <updated>2018-03-21T01:45:00+01:00</updated> </entry> <entry> <title type="text">Bakterienblüte</title> <id>https://www.garnelenhaus.de/wiki/bakterienbluete</id> <link href="https://www.garnelenhaus.de/wiki/bakterienbluete"/> <summary type="html"> <![CDATA[
                
                                            Bei einer milchigen, mehr oder weniger stark ausgeprägten Trübung des Wassers im Aquarium spricht man gerne von einer Bakterienblüte. Wie sie entsteht, wie man sie von einer Algenblüte unterscheidet und welche Ansätze man zu ihrer Bekämpfung verfolgen kann, erläutern wir hier.
                                        ]]> </summary> <content type="html"> <![CDATA[
                 
 Inhaltsverzeichnis 
 
  1 Bakterienblüte oder Algenblüte?  
  2 Auftreten der Bakterienblüte  
  3 Was ist eine Bakterienblüte?  
  4 Problematik  
 
  4.1 Sauerstoffknappheit  
  4.2 Keimdichte  
 
  5 Ursachen in neuen Aquarien  
  6 Ursachen in laufenden Aquarien  
 
  6.1 Die Temperatur  
  6.2 Das Nährstoffangebot  
  6.3 Weitere Auslöser  
 
  7 Bakterienblüte entfernen  
 
  7.1 Ursachen finden  
  7.2 Lösungsansatz  
  7.3 Weitere Ansätze  
 
  8 Infusorienblüte nach Bakterienblüte  
 
 
 „Bakterienblüte“ ist ein häufig vorkommender Begriff in der Aquaristik. Damit beschreibt man gemeinhin eine milchig trübe Verfärbung des Aquarienwassers. 
   1 Bakterienblüte oder Algenblüte? 
 Nicht zu verwechseln ist die Bakterienblüte mit der sogenannten Algenblüte, die im Anfangsstadium ebenfalls als leicht milchig-trübes Wasser wahrzunehmen ist. Als wichtige Unterscheidung färbt eine Algenblüte das Wasser jedoch grünlich, anfangs nur leicht, jedoch wird die grüne Farbe bei Fortschreiten immer stärker wahrnehmbar. Bei der Bakterienblüte bleibt die Verfärbung weißlich. 
   2 Auftreten der Bakterienblüte 
 Häufig tritt eine Bakterienblüte in der ersten Zeit nach dem Aufsetzen eines Aquariums, in der sogenannten  Einlaufzeit , auf, aber sie kann unter bestimmten Umständen nach längerer Zeit und auch wiederholt auftreten. 
   3 Was ist eine Bakterienblüte eigentlich? 
 Die Bakterienblüte stellt im weiteren Sinne einen Zustand im  Lebenszyklus eines Biofilms  dar. Es kommt also nur unter bestimmten Bedingungen zum Ausschwärmen der Bakterien und zu einem Ansteigen der  Bakterienzahl im Freiwasser . Dabei handelt es sich grundsätzlich zumeist um aerobe Bakterien, also solche, die Sauerstoff verbrauchen. Anaerobe Bakterien sterben bei der Anwesenheit von Sauerstoff ab, fakultativ anaerobe Bakterien werden von Sauerstoff in ihrer Vermehrung gehemmt. 
   4 Problematik 
 Eine bakteriell bedingte Trübung kann unschöne Ausmaße annehmen und dann auch zu Problemen führen. Eine  hohe Keimbelastung im Wasser  ist insbesondere für Garnelen und andere Aquarientiere aus sehr sauberen und nährstoffarmen Biotopen problematisch. 
   4.1 Sauerstoffknappheit 
 Sauerstoffmangel ist wohl das häufigste Problem in Verbindung mit einer Bakterienblüte im Aquarium. Eine große Anzahl an Organismen veratmet dementsprechend auch mehr Sauerstoff. Besonders nachts, wenn die Pflanzen keinen Sauerstoff produzieren, sondern ebenfalls nur „Sauerstoffveratmer“ sind, kommt es dann zu Tiefpunkten beim Sauerstoffgehalt des Aquarienwassers, die für Aquarientiere gefährlich werden können. 
 Daher gilt: Bei einer Bakterienblüte besonders auf eine ausreichende Sauerstoffversorgung achten! Die lässt sich durch einen Luftsprudler, einen  Oxydator  oder einfach durch das Höherstellen des Filters erreichen. Nähere Infos zum Sauerstoffmangel und wie man ihn behebt, findet ihr in unserem Artikel &quot; Sauerstoffmangel erkennen und beheben &quot;. 
   4.2 Keimdichte 
 Ein weiteres Problem kann sich durch die wegen der Bakterienblüte erhöhte Keimdichte ergeben. Sie wird allerdings oft erst in Kombination mit anderen Problemen kritisch (z.B. der Anwesenheit von  Nitrit  oder einem hohen  Nitrat wert), die aus der gleichen Ursache entstehen. Wassertiere aus sauberen Habitaten wie die Caridina-Arten aus den Alten Seen (Malili-System) auf Sulawesi oder Bäche bewohnende Garnelen wie die  Bienengarnele  Caridina logemanni  , aber auch Fische wie z.B. Diskus sind auch in der Natur nur einer sehr geringen Keimdichte ausgesetzt. Sie vertragen hohe Keimdichten im Aquarium eher schlecht; zusammen mit nur einem weiteren Stressfaktor kann eine hohe Keimdichte ihr  Immunsystem  bereits zum Kippen bringen.  
   5 Ursachen in neuen Aquarien 
 Der &quot;Nebel des Grauens&quot; ist in neu aufgesetzten Aquarien kein unbekanntes Phänomen. Eine Bakterienblüte in einem frisch aufgesetzten Aquarium ist ein Zeichen für ein Ungleichgewicht. Das kann durch verschiedene Dinge entstehen: Beim  Animpfen  wurde übertrieben und man hat zu viele Bakterien eingebracht. Diese fanden nicht genügend Nahrung und starben ab, und an ihren Resten tun sich andere Bakterien gütlich. Genausogut kann es aber auch einen Nährstoffüberschuss geben, der zu einer Bakterienblüte führt, oder eine zu starke Ansammlung von abgestorbenem organischem Material. 
   6 Ursachen im laufenden Aquarium 
 Die Ursachen für eine Bakterienblüte können verschieden sein, in der Regel kann das Phänomen einer stark erhöhten Keimdichte im Wasser in den meisten Fällen allerdings auf zwei Faktoren zurückgeführt werden: die Temperatur und das Nährstoffangebot. 
   6.1 Die Temperatur 
 Je wärmer das Aquarienwasser ist, umso schneller teilen sich auch die Bakterien. Bei einem ausreichenden Nährstoffangebot tritt die Bakterienblüte deshalb oft an besonders warmen Tagen auf. 
   6.2 Das Nährstoffangebot 
 Das Nährstoffangebot, allem voran die Kohlenhydrate (Zucker), ist hauptverantwortlich für Bakterienblüten - ohne Nährstoffe keine Vermehrung. Neue, nicht oder nicht ausreichend gewässerte Wurzeln beinhalten noch relativ viele Zuckerstoffe. Auf ihnen macht sich oft zuerst ein Bakterienrasen bemerkbar. Ein hohes Nährstoffangebot kann jedoch auch zu einer starken  Vermehrung der Bakterien im freien Wasser  führen bzw. zum Ausschwärmen der Bakterien aus dem Biofilm. In frisch eingerichteten Becken ist eine hohe Nährstoffdichte im Wasser die häufigste Ursache für Bakterienblüten. 
   5.3 Weitere Auslöser 
 Es gibt noch weitere, ebenfalls vermeidbare Auslöser, die zu einer Bakterienblüte bei bereits länger laufenden Aquarien führen können: 
 
 Größere Mengen an im Aquarium verbleibendem Futter. Hier kann man oft schon nach wenigen Stunden einen weißen Flaum um das Futter erkennen. Oft wird er für Schimmel gehalten, es handelt sich hier aber in den allermeisten Fällen um Bakterien. 
 Größere Mengen von frischem Futter wie zum Beispiel Gemüse wie Gurke, Paprika, Erbsen, Karotte etc., aber auch Brennnessel, Spinat &amp;amp; grünes Laub enthalten viele Kohlenhydrate, die sich sehr nachteilig auf die Wasserqualität auswirken können. 
 Zu geringe Besiedlungsfläche für Bakterien – ein unterdimensionierter Filter bzw. eine zu geringe Oberfläche des  Filtermaterials  wie etwa großporige Schwämme fördern ebenfalls die Keimdichte im Freiwasser. 
 
   7 Bakterienblüte entfernen 
 Oft lässt sich eine Bakterienblüte nicht durch einen einmaligen Wasserwechsel eindämmen, kaum einen Tag später ist das Wasser wieder milchig-trüb wie zuvor. Hier ist es nötig, das Problem an der Wurzel zu packen. Wird die Ursache nicht behoben, kommt meist auch die Bakterienblüte früher oder später wieder. 
   7.1 Ursachen finden 
 
 Mögliche Ursachen abchecken (zu kleiner Filter? Futter? Temperatur?) 
 Ursache beseitigen (z.B. nicht gefressenes Futter sofort entfernen) 
 Bakterienanzahl im Freiwasser durch häufige Wasserwechsel reduzieren 
 
   7.2 Lösungsansatz 
 
 Sauerstoffversorgung sicherstellen 
 Bei leichten Trübungen: Abwarten und Tee trinken – oft verschwindet die Trübung wieder, sobald sich das Nährstoffangebot wieder eingependelt hat (besonders bei neuen Aquarien) 
 Bei schweren Trübungen und ganz besonders bei Zeichen von Sauerstoffmangel: Wasser wechseln! Außerdem sollte die Sauerstoffversorgung gesichert werden, mit einem  Oxydator , einer Luftpumpe mit Sprudelstein und indem man den Filterauslass ins Wasser plätschern lässt und für eine erhöhte Oberflächenbewegung sorgt - oder alles zusammen. 
 
   7.3 Weitere Ansätze 
 
 Verwendung eines  UVC-Klärers  
 Verwendung eines  Twinstars  
 
 &amp;nbsp; 
 Beide Geräte haben ihre Vorteile - bereits nach wenigen Tagen ist das Wasser kristallklar, und beide haben keinen negativen Einfluss auf die „guten“ nitrifizierenden Bakterien im Filter. Genaueres zu den Vor- und Nachteilen könnt ihr in den oben in der Aufzählung verlinkten Artikeln nachlesen. Es kommt vor, dass keine Ursache gefunden werden kann. Manchmal wurde auch die (vermeintliche) Ursache längst behoben, die Bakterienblüte aber verschwindet nicht: Hier kommen diese technischen Hilfsmittel gerade recht. 
   8 Infusorienblüte nach Bakterienblüte 
 Häufig folgt nach einer Bakterienblüte eine Infusorienblüte, bei der sich größere Einzeller/Protozoen stark vermehren. Diese Mikroorganismen ernähren sich von den Bakterien der vorausgegangenen Bakterienblüte. Bei einer Infusorienblüte kann man im Gegesatz zur Bakterienblüte winzige weiße Punkte im Wasser erkennen, die sich bei entsprechender Dichte zu gut erkennbaren Schleiern formen. Bei den an der Infusorienblüte beteiligten Infusorien oder Aufgusstierchen handelt es sich unter anderem um Pantoffeltierchen, Rädertierchen und anderen nicht sessilen Ciliaten, Amöben und viele weitere Mikroorganisimen. 
 Sie stellen ein exzellentes Erstfutter für sehr kleine Fischlarven dar. 
 Wer eine Infusorienblüte bekämpfen will, muss an die Ursache gehen und die hohe Keimdichte im Aquarienwasser angehen. Wie das geht, beschreiben wir im Artikel &quot; Die Keimdichte im Aquarium senken &quot;. 
   
                ]]> </content> <updated>2018-03-19T02:00:00+01:00</updated> </entry> <entry> <title type="text">Der Lebenszyklus eines Biofilms </title> <id>https://www.garnelenhaus.de/wiki/der-lebenszyklus-eines-biofilms</id> <link href="https://www.garnelenhaus.de/wiki/der-lebenszyklus-eines-biofilms"/> <summary type="html"> <![CDATA[
                
                                            Biofilme leben in verschiedenen Zyklen. Wir erklären, wie sich ein Biofilm in den sechs verschiedenen Phasen seines Lebenszyklus entwickelt und wie es zur Ansiedlung und zum Auswandern der Bakterien in der und aus der Matrix kommt.
                                        ]]> </summary> <content type="html"> <![CDATA[
                 
 Inhaltsverzeichnis 
 
  1 Ansiedelung / Induktionsphase  
  2 Mikrokolonie  
  3 Bildung einer Matrix  
  4 Ansiedelung / Akkumulationsphase  
  5 Wachstum / Existenzphase  
  6 Ausschwärmen  
 
 
 Bakterien sind immer im Freiwasser vorhanden. Im Normalfall sind die Bakterien im Wasser jedoch mit dem bloßen Auge nicht sichtbar, da in der Regel nur etwa  1% der Bakterien im Freiwasser  vorhanden ist. Bei der Entwicklung von  Biofilmen  als Teil des  Aufwuchses  im Aquarium kann man grundsätzlich verschiedene sich wiederholende Zustände oder Phasen erkennen. Je nach Nährstoffangebot und anderer Parameter wie z.B. die Temperatur verharrt der Biofilm kürzer oder länger in einer dieser Phasen. 
 Zur Veranschaulichung zeigen wir dies in 6 Schritten: 
   1 Ansiedelung / Induktionsphase 
 Gerne siedeln sich Bakterien an nährstoffreichen Substraten an, und die Ansiedelung erfolgt ständig. Welche Art von Bakterie sich an welchem Ort ansiedelt, hängt vor allem davon ab, welche Nährstoffe vorhanden sind und welcher Nährstoff von dem jeweiligen Bakterium bevorzugt wird. Diese Ansiedelung wird auch „Induktionsphase“ genannt. 
   2 Mikrokolonie 
 Wenn sich die Bakterien ansiedeln und beginnen, sich zu teilen, entsteht eine Mikrokolonie; hier kommunizieren die Bakterien miteinander und bilden dadurch erste Fäden (sogenannte Pili) aus. 
   3 Bildung einer Matrix 
 Viele dieser Fäden erzeugen ein Geflecht, eine Matrix, in dem von den Bakterien Proteine, Mehrfachzucker und Fette in Verbindung mit Wasser als&amp;nbsp; sogenanntes Hydrogel eingelagert werden. Diese Matrix aus Fäden und Hydrogel verleiht dem Biofilm seine „glitschige“ Konsistenz. 
   4 Ansiedelung weiterer Bakterien / Akkumulationsphase 
 In der Matrix aus Pili und Hydrogel siedelt sich in der nächsten Phase eine Vielzahl an unterschiedlichen Bakterienarten und  Algen  an. Diese Mikroorganismen leben im Biofilm in einer Gemeinschaft, wo sie sich auch vermehren – diese Phase nennt man „Akkumulationsphase“. 
   5 Wachstum der Lebensgemeinschaft / Existenzphase 
 Der Biofilm wächst weiter an und ist nun in seiner „Existenzphase“. Wird der Biofilm zu dick, das heißt, haben sich die Bakterien durch ein gutes Nährstoffangebot stark vermehrt, werden einige Bakterien nicht mehr ausreichend mit Nährstoffen versorgt. 
   6 Ausschwärmen 
 Jetzt beginnt die Matrix aufzubrechen, und die zuvor mangelversorgten Bakterien schwärmen aus, um einen geeigneteren Ort zu finden. 
                ]]> </content> <updated>2018-03-16T01:00:00+01:00</updated> </entry> <entry> <title type="text">Nitrit entfernen</title> <id>https://www.garnelenhaus.de/wiki/nitrit-entfernen</id> <link href="https://www.garnelenhaus.de/wiki/nitrit-entfernen"/> <summary type="html"> <![CDATA[
                
                                            Nitrit gehört mit zu den giftigsten Stoffen für Wassertiere, die sich im Aquarium entwickeln können. Wenn Nitrit in einem besetzten Aquarium nachweisbar ist, muss dringend gehandelt werden - zum einen muss der Nitritwert reduziert werden, zum anderen muss der Grund für den Ans...
                                        ]]> </summary> <content type="html"> <![CDATA[
                 
 Inhaltsverzeichnis 
 
  1 Nitritpeak / Einfahrphase  
  2 Nitrit im besetzten Aquarium  
 
  2.1 Wasserwechsel  
  2.2 Kochsalzgabe als Sofortmaßnahme  
  2.3 Ursachen beseitigen  
 
 
 
 Bei der Reduzierung von  Nitrit  gelten ähnliche Grundsätze wie bei der  Senkung von Nitrat  und  Phosphat . 
   1 Nitritpeak in der Einfahrphase 
 Im noch nicht mit Tieren besetzten  Aquarium in der Einlaufphase  ist Nitrit nicht schädlich. Hier kann man den Nitritpeak einfach aussitzen und sich die Bakterienflora in Ruhe entwickeln lassen. 
   2 Nitrit im mit Fischen und Wirbellosen besetzten Aquarium entfernen 
   2.1 Wasserwechsel 
 Ist das Aquarium allerdings bereits besetzt, sind aufgrund der  Giftigkeit von Nitrit  als Sofortmaßnahme große  Wasserwechsel  anzuraten. Sie müssen wiederholt werden, bis dauerhaft kein Nitrit mehr nachweisbar ist.  Der Nitritwert muss den Fischen und Wirbellosen im Aquarium zuliebe  so gering wie möglich gehalten werden . Um den Nitritwert nachhaltig und langfristig unter die Nachweisgrenze zu senken, sollte die Ursache für den Anstieg herausgefunden werden. 
   2.2 Kochsalz als Sofortmaßnahme 
 Hat man nicht sofort die Möglichkeit, Wasser zu wechseln, kann eine Zugabe von Kochsalz (Natriumchlorid) den Fischen und Wirbellosen Erleichterung verschaffen. 
 Die meisten Süßwasserknochenfische und Krebstiere nehmen über die Chloridzellen in ihren Kiemenplättchen und&amp;nbsp; - bei Fischen - in der Schlundregion im Wasser befindliche Chlorid-Ionen auf. Nitrit-Ionen aus dem Wasser nehmen den selben Weg in den Körper dieser Aquarientiere, die Aufnahme ist jedoch kompetitiv. Die relative Konzentration von Chlorid-Ionen und Nitrit-Ionen im Aquarium ist entscheidend dafür, wieviel Nitrit aufgenommen wird. Gibt man nun 0,1 - 0,5 g/l Kochsalz zum Aquarienwasser zu, verschiebt sich das Verhältnis von NO2 zu Chlorid deutlich zugunsten des Chlorids. So wird kaum noch Nitrit aufgenommen. &amp;nbsp; 
 Achtung: Einige Aquarienfische wie zum Beispiel Welse vertragen kein Kochsalz! 
   2.3 Ursachen beseitigen 
 Mögliche Ursachen für einen erhöhten Nitritwert im Aquarium können sein: 
 
 Zersetzungsprozesse (faulende Wurzeln,  Gammelstellen , Futterreste, die im  Bodengrund  versickert sind) 
 Überfütterung (Futterdose ins Aquarium gefallen oder einfach viel zu gut gemeint) 
 zu hoher Besatz bzw. eine zu starke, plötzliche Besatzerhöhung 
 Nitrit im  Leitungswasser  
 fürs Aquarium nicht geeignete  Dünger mit Harnstoff (Urea) oder Carbamid  
 eine dem Aquarium nicht optimal angepasste Bakterienflora 
 
 Faulende Wurzeln werden entfernt und durch neue Wurzeln ersetzt. Wurzeln sollten niemals ausgekocht werden, das kann den Fäulnisprozess beschleunigen! 
 Gammelstellen und Futterreste im  Bodengrund  werden gründlich mit einer Mulmglocke abgesaugt, für Futterreste, die auf dem Boden liegen, tut es auch ein normaler Schlauch zum Absaugen. 
 Bei zu hohem Besatz kann es hilfreich sein, wenn einige Tage nicht gefüttert wird, damit sich die Bakterien langsam anpassen können. Sobald wieder Nitrit nachweisbar ist, muss Wasser gewechselt werden. 
 Ist bereits Nitrit im  Leitungswasser  vorhanden (das sollte zwar nicht sein, aber es gibt bekanntlich nichts, was es nicht gibt), empfiehlt sich die Verwendung einer Umkehrosmoseanlage oder eines Vollentsalzers. Eine Umkehrosmoseanlage zum Beispiel befreit das Leitungswasser von ~95% der darin enthaltenen Stoffe, inklusive der Härtebildner, Bakterien und Schadstoffe wie Nitrit. 
 Dünger mit unpassenden Inhaltsstoffen sollte durch passenden, für Aquarien tauglichen Dünger ersetzt werden. 
 Ist in einem laufenden Aquarium immer wieder Nitrit nachweisbar, ohne dass die oben in der Liste unter den Punkten 1-5 angeführten Gründe bestehen würden, ist es möglich, dass sich nicht optimal zum Aquarium passende Bakterien angesiedelt haben. In diesem Fall kann es hilfreich sein, das Aquarium mit einer passenden Mischung (zum Beispiel von Microbe Lift oder mit Bacter AE) nochmals neu anzuimpfen, auch wenn es schon eine Weile läuft. Auch ein  Erdaufguss  kann hier Abilfe schaffen. 
                ]]> </content> <updated>2018-03-09T02:30:00+01:00</updated> </entry> <entry> <title type="text">Was ist Nitrit?</title> <id>https://www.garnelenhaus.de/wiki/was-ist-nitrit</id> <link href="https://www.garnelenhaus.de/wiki/was-ist-nitrit"/> <summary type="html"> <![CDATA[
                
                                            Nitrit ist giftig und im Aquarium höchst unerwünscht - und dennoch spielt Nitrit im biologischen System des Aquariums eine extrem wichtige Rolle, es wird zwangsläufig beim Abbau organischer Abfallstoffe produziert. Warum Nitrit problematisch ist und näheres zu diesem Stoff erf...
                                        ]]> </summary> <content type="html"> <![CDATA[
                 
 Inhaltsverzeichnis 
 
  1 Problematik  
 
  1.1 bei Fischen  
  1.2 bei Krebstieren  
  1.3 bei Mollusken  
  1.4 Aufnahme von NO 2   
 
  2 Nitrit im Aquarium  
 
  2.1 Der Nitritpeak  
  2.2 NO 2  im laufenden Aquarium  
  2.3 Grenzwerte  
 
  2.3.1 im Aquarium  
  2.3.2 für Garnelen  
 
  2.4 Handlungsbedarf  
 
  3 Nitrit richtig messen  
 
 
 Nitrit (NO 2 ) als Salz der salpetrigen Säure ist ein Zwischenprodukt der Umwandlung organischer Stoffe in  Nitrat  - diese Umwandlung wird  Nitrifikation  genannt. Nitrit ist für viele Lebewesen giftig: Es reagiert zum Beispiel mit Eisenatomen im Organismus, wie etwa dem Zentralatom des Hämoglobins, dem roten Blutfarbstoff des Blutes bei Wirbeltieren und manchen Wirbellosen wie Roten Mückenlarven oder  Posthornschnecken . Dadurch verhindert Nitrit den Sauerstofftransport. 
   1 Problematik 
   1.1 Bei Fischen 
 Auch bei Fischen läuft der Sauerstofftransport über Hämoglobin.&amp;nbsp;NO 2  lagert sich an Stelle des  Sauerstoffs  an das Hämoglobin an, das dadurch zu Methämoglobin oxidiert wird. Es kann nun keinen Sauerstoff mehr transportieren, weil der Platz dafür belegt ist - Ersticken ist die Folge. Fische sind deshalb - je nach Art, Teichfische und Fische aus organisch eher belasteten Habiaten weniger als Fische aus schnell fließenden sauberen Gewässern - empfindlich gegenüber erhöhten Nitritkonzentrationen. 
   1.2 Bei Krebstieren 
 Bei Garnelen, Krabben und Krebsen hingegen basiert der Sauerstofftransport wie bei vielen anderen Wirbellosen auf dem bläulich gefärbten Hämocyanin, welches den Sauerstoff zwischen zwei Kupferatomen an sich bindet. 
 Die oft gehörte Ansicht, Krebstiere seien gegen Nitrit &quot;immun&quot;, ist leider unwahr. Auch Hämocyanin kann durch&amp;nbsp;NO 2  zu Methämocyanin oxidiert werden. Dadurch verliert es seine Kapazität, Sauerstoff zu binden. Aufgrund des Aufbaus des Blutfarbstoffes ist  Kupfer  jedoch für Garnelen, Krebse und Krabben giftiger als Nitrit, da sich Kupfer sich besser an das Hämocyanin bindet. 
 Auch hier haben wir generell bei Garnelen aus Teichen und nährstoffreichen Biotopen wie   Neocaridina davidi   eine viel höhere Toleranz gegen Nitrit als bei Garnelen aus kühlen, sauberen und sauerstoffreichen Habitaten wie beispielsweise  Bienengarnelen ,  Tigergarnelen ,  Caridina cantonensis  oder   Caridina serrata .  Dasselbe gilt auch für Zwergkrebse, große Flusskrebse und Krabben. 
   1.3 Bei Mollusken 
 Auch Weichtiere wie Schnecken und Muscheln sind von der Giftigkeit von Nitrit betroffen. Inaktivität bei Schnecken oder Todesfälle in frisch besetzten Aquarien sind in der Regel auf einen zu hohen Nitritgehalt zurückzuführen. Auch wenn Schnecken oft als Erstbesatz für ein einlaufendes Aquarium empfohlen werden, empfiehlt es sich, den sogenannten  Nitritpeak  abzuwarten. 
   1.4 Aufnahme von Nitrit bei Wassertieren 
 Nitrit wird über die sogenannten Chloridzellen in den Kiemen in den Körper aufgenommen. Aus diesem Grund steht&amp;nbsp;NO 2  in direkter Konkurrenz zu Chlorid. Durch eine hohe Chloridkonzentration wird Nitrit verdrängt, daher kann man den Tieren bei einem erhöhten Nitritwert im Aquarium durch Kochsalzgabe als Sofortmaßnahme helfen - wenn sie Kochsalz vertragen. Wie das geht, lest ihr in unserem Artikelteil  &quot;Nitrit entfernen - Kochsalzgabe&quot; . 
 Nitrit ist - wie schon erwähnt - das Salz der salpetrigen Säure. Bei niedrigen pH-Werten und Temperaturen bildet sich mehr salpetrige Säure. Salpetrige Säure wird nicht aktiv aufgenommen, sie diffundiert ungehindert in den Fisch hinein. Ab einem pH-Wert von 6,5 und darüber ist diese salpetrige Säure kaum noch vorhanden, daher ist Nitrit in Aquarien mit weichem Wasser und eher kühlen Temperaturen problematischer als in Warmwasseraquarien mit hartem Wasser. 
   2 Nitrit im Aquarium 
   2.1 Der Nitritpeak 
 Nitrit sammelt sich fast schon zwangsläufig in der  Einlaufphase  des Aquariums an - das ist der sogenannte  Nitritpeak . Durch die stufenweise Entwicklung der Schadstoffe abbauenden Bakterien erreicht zunächst das Ammonium (NH 4 ) eine hohe Konzentration ( Ammoniumpeak ). Die entsprechenden Ammonium abbauenden Bakterien vermehren sich und verstoffwechseln es zu Nitrit. Dadurch erreicht dann Nitrit oft kritische Konzentrationen. 
   2.2 Nitrit im laufenden Aquarium 
 Auch im bereits länger laufenden Aquarium kann beispielsweise eine sprunghafte Erhöhung des Besatzes oder ein plötzlicher hoher Eintrag an organischem Material durch Überfütterung (klassisch: die Futterdose ist ins Aquarium gefallen), eine große abgestorbene Pflanze oder ein großes verstorbenes Tier wie eine große Apfelschnecke, ein großer Wels oder eine Muschel einen Anstieg von Nitrit zur Folge haben. 
   2.3 Grenzwerte 
 In der Literatur ist eine weite Bandbreite von Grenzwerten für Nitrit zu finden – die Toleranz gegenüber&amp;nbsp;NO 2  unterscheidet sich je nach Art und Konstellation der restlichen Wasserparameter. Tiere aus den Oberläufen von Bächen und aus sehr nährstoffarmen Habitaten wie beispielsweise die Bienengarnele  Caridina logemanni  und die Sulawesigarnelen aus dem Malili-System sind dabei in der Regel empfindlicher als Tiere aus stehenden Gewässern und aus nährstoffreichen Biotopen. Das Paradebeispiel hierfür ist zum Beispiel neben der  Amanogarnele ( Caridina multidentata )  auch die Rückenstrichgarnele   Neocaridina davidi.   
   2.3.1 Grenzwert im Aquarium 
 Grundsätzlich sollte der Nitritgehalt in einem gut laufenden Aquarium nicht mit den gängigen aquaristischen Tests nachweisbar sein, weil die Nitrit abbauenden Nitrat-Bakterien ( Nitrobacter ,  Nitrospira ,  Nitrolancetus ,  Nitrospina  und  Nitrococcus ) sämtliches NO 2 , das im System anfällt, sofort zu Nitrat (NO 3 ) weiter oxidieren. 
   2.3.2 Nitritproblematik bei Garnelen 
 Ab 0,3-0,5 mg/l NO 2  besteht im Aquarium Handlungsbedarf. Bei  Garnelen  aus nährstoffarmen Biotopen können bereits Werte von etwa 0,3-0,5 mg/l zu Problemen wie Appetitlosigkeit und dem Ausbruch  bakterieller Infektionen  führen. 
 Eine direkt  toxische Wirkung des Nitrits  wurde bei diesen Garnelen bei Werten zwischen 0,5–1 mg/l beobachtet. Eine direkte Nitritvergiftung endet häufig in einem Massensterben. 
 Einige Arten aus Teichen oder den Unterläufen beziehungsweise den Mündungen von größeren Flüssen wie die oben erwähnte  Neocaridina davidi  oder die  Amanogarnele  dagegen vertragen höhere Werte bis 2 mg/l ohne weitere Probleme. 
   2.4 Handlungsbedarf 
 Ein Nitritanstieg ist immer ein Zeichen dafür, dass das biologische System im Aquarium aus dem Gleichgewicht geraten ist. Ihm sollte daher mit geeigneten Maßnahmen begegnet werden. Darauf gehen wir in unserem Artikel  &quot;Nitrit reduzieren&quot;  im Detail ein. 
   3 Nitrit richtig messen 
 Um&amp;nbsp;NO 2  richtig zu messen, empfehlen sich Tröpfchentests. Beim giftigen Nitrit ist die Genauigkeit doch sehr wichtig. Die handelsüblichen Teststreifen schlagen leider erst frühestens bei 0,5 mg/l, oft jedoch erst bei 1 mg/l NO 2  wirklich an, deutlich erkennbar sind die Ergebnisse oft auch erst bei noch höheren Konzentrationen, die für empfindliche Garnelen und Fische oft schon deutlich zu hoch sind. Mit Teststreifen ist es daher nicht möglich, einen Anstieg früh genug zu erkennen. 
                ]]> </content> <updated>2018-03-09T01:45:00+01:00</updated> </entry> </feed>